Acessibilidade / Reportar erro

Ocorrência de Escherichia coli em psitacídios cativos: suscetibilidade antimicrobiana e genes de virulência

Resumo

Psittaciformes em cativeiro podem abrigar bactérias Gram-negativas em seu trato digestivo, principalmente devido a condições higiênicas inadequadas e ao confinamento. O presente estudo teve o objetivo de isolar e identificar Escherichia coli em amostras coletadas de gaiolas de Psittaciformes em 50 estabelecimentos comerciais da região metropolitana de Goiânia, com subsequentes testes de susceptibilidade antimicrobiana e detecção de genes de virulência. Foram coletadas 141 amostras de excrementos e suabes de alimentadores e bebedouros, totalizando 423 amostras. Escherichia coli foi isolada em 9,7% (41/423) amostras: 12% (17/141) em excrementos, 8,5% (12/141) em ração e 8,5% (12/141) em bebedouros. Os isolados de E. coli mostraram resistência à ciprofloxacina 4,9% (2/41), gentamicina 17,0% (7/41), doxiciclina 34,1% (14/41), florfenicol 34,1% (14/41), trimetoprim 39,0% (16/41), tetraciclina 41,5% (17/41), enrofloxacina 43,9% (18/41), amoxicilina 48,8% (20/41), neomicina 61,0% (25/41) e sulfonamida 90,2% (37 / 41) foi determinado. Multirresistência (resistência a quatro ou mais antimicrobianos) foi encontrada em 20 amostras, sete de excrementos (7/17), cinco de ração (5/12) e oito de bebedouros (8/12). Um dos isolados dos bebedouros apresentou resistência a todos os antimicrobianos. O gene iss foi detectado em três isolados, o gene tsh em três, o gene papC em dois, os genes traT e eae não foram detectados. Neste estudo, pode-se concluir que os Psittaciformes comercializados como animais de estimação são portadores de isolados de E. coli resistentes aos antimicrobianos mais utilizados, principalmente sulfonamidas e neomicina, além de possuir genes de virulência e resistência sérica, destacando a possibilidade de causar doenças em humanos.

Palavras chave:
APEC; amostras multirresistentes; genes de virulência; aves silvestres; saúde pública

Abstract

Captive Psittaciformes may harbor Gram-negative bacteria in their digestive tract, mainly due to poor hygienic conditions and confinement. The present study was carried out with the objective of isolating and identifying Escherichia coli in samples collected from Psittaciformes cages in 50 commercial establishments in the metropolitan region of Goiania, with subsequent antimicrobial susceptibility testing and detection of virulence genes. A total of 141 samples of excreta and swab samples from feeders and water bowls were collected, totaling 423 samples. Escherichia coli was isolated from 9.7% (41/423) samples: 12% (17/141) in excreta, 8.5% (12/141) in feed, and 8.5% (12 /141) in waterers. To determine the susceptibility profile of E. coli isolates, resistance to ciprofloxacin 4.9% (2/41), gentamicin 17.0% (7/41), doxycycline 34.1% (14/41), florfenicol 34.1% (14/41), trimethoprim 39.0% (16/41), tetracycline 41.5% (17/41), enrofloxacin 43.9% (18/41), amoxicillin 48.8% (20/41), neomycin 61.0% (25/41), and sulfonamide 90.2% (37/41) was determined. In 20 isolates, resistance was determined at 4 or more antimicrobials, seven of excreta (7/17), five of feed (5/12), and eight of waterers (8/12). One of the isolates from the waterers showed resistance to all antimicrobials. The iss gene was detected in three isolates, the tsh gene in three, the papC gene in two, traT and eae genes were not detected. In this study, it can be concluded that Psittaciformes commercialized as pet are carry E. coli isolates resistant to most commonly used antimicrobials, mainly sulfonamides and neomycin, besides having virulence and serum resistance genes, which highlights the possibility of the to cause disease in humans.

Key words:
APEC; multidrug resistance; virulence genes; wild birds; public health

Introdução

Psittaciformes são comercializados como animais de estimação em todo o mundo, devido às suas características naturais, lindas cores e fácil manuseio(11 Gondim L, Gomes D, Maia P. Casuística de aves selvagens atendidas de 2002 a 2004 na Escola de Medicina Veterinária da Universidade Federal da Bahia. 26º Congresso Brasileiro de Zoologia; Londrina, Brasil: Universidade Estadual de Londrina; 2006. p. 86-7.). Em seu habitat natural, a microbiota de seu trato digestivo é composta principalmente por bactérias gram-positivas(22 CL Graham, DL Graham. Occurrence of Escherichia coli in feces of Psittacine birds. Avian Diseases. 1978; 22:717-20.,33 Flammer K, Drewes L. Species related differences in the incidence of Gram-negative bacteria isolated from the cloaca of clinically normal psittacine birds. Avian Diseases. 1988;32:79-83.). No entanto, quando mantidos como animais de estimação, passando a maior parte do tempo em microambientes limitados, o risco de exposição a bactérias potencialmente patogênicas aumenta. A higiene inadequada do ambiente e dos recipientes em que a água e os alimentos são fornecidos(44 Evans E, Osborne J, Jay P, Flammer K. Assessment of the microbial quality of water offered to captive psittacine birds. Jour of Avi Med and Surg. 2009;23(1):10-7.)) favorecem o crescimento de bactérias gram-negativas(55 Mattes B, Consiglio S, Almeida B, Guido M, Orsi R, Silva R, Costa A, Ferreira A, Knöbl T. Influência da biossegurança na colonização intestinal por Escherichia coli em psitacídeos. Arq do Inst Bio. 2005;72:13-6.,66 Corrêa I, Flores F, Schneiders G, Pereira L, Brito B, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(2):241-6.). O risco de exposição se torna ainda maior em estabelecimentos comerciais, onde geralmente há superlotação de gaiolas com higiene inadequada e condições de alto estresse(77 Chiacchio R, Cunha M, Sturn R, Moreno L, Moreno A, Pereira C, Martins F, Franzolin M, Piazza R, Knöbl T. Shiga toxin-producing Escherichia coli (STEC): Zoonotic risks associated with psittacine pet birds in home environments. Vet Micro. 2016;184:27-30.). Segundo Marietto-Gonçalves et al.(88 Marietto-Gonçalves G, Almeida S, Lima E, Okamoto A, Pinczowshi P, Andreatti Filho R. Isolation of Salmonella enterica Serovar Enteritidis in Blue-Fronted Amazon Parrot (Amazona aestiva). Avian Disease. 2010;54:151-5.), o monitoramento da presença de bactérias gram-negativas na microbiota entérica de Psittaciformes deve ser incluído na rotina de criação dessas aves, uma vez que não fazem parte da microbiota fisiológica e há riscos de disseminação de possíveis patógenos para humanos e outros animais.

Dentre as bactérias gram-negativas isoladas em psitacídeos(66 Corrêa I, Flores F, Schneiders G, Pereira L, Brito B, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(2):241-6.), Escherichia coli tem sido a mais frequente. Essa enterobactéria pode sobreviver na natureza, colonizar o trato gastrointestinal (GIT) de aves, ser apatogênica e ser considerada comensal e oportunista(99 Gyles C, Prescott J, Songer J, Thoen C. Pathogenesis of Bacterial Infections in Animals. Ames: Blackwell Publishing; 2010.). No entanto, algumas cepas podem modificar suas estruturas antigênicas e adquirirem genes que as tornam capazes de gerar doenças(1010 Hirsh D, MacLachlan N, Walker R. Veterinary Microbiology. Massachusetts: Wiley-Blackwell; 2004.,1111 Saidenberg A, Teixeira R, Guedes N, Allgayer M, Melville P, Benites N. Molecular detection of enteropathogenic Escherichia li in asymptomatic captive psittacines. Pesq Vet Bras. 2012;32(9):922-6.).

E. coli é um microrganismo cujo fenótipo selvagem não possui resistência intrínseca. No entanto, têm sido identificados isolados de E. coli resistentes a um grande número de antibióticos(99 Gyles C, Prescott J, Songer J, Thoen C. Pathogenesis of Bacterial Infections in Animals. Ames: Blackwell Publishing; 2010.). Segundo a Organização Mundial da Saúde(1212 Organização Mundial de Saúde. OMS Adverte sobre doenças resistentes a medicamentos. In: Saúde OMd, in. http://unicrio.org.br/oms-adverte-sobre-doencas-resistentes-a-medicamentos/2010. p. 1.
http://unicrio.org.br/oms-adverte-sobre-...
), os países precisam se unir para implementar medidas e monitorar estudos para entender melhor as infecções, concentrando suas ações em medidas precisas de controle e diagnóstico para o uso racional de antimicrobianos.

Dentre os diversos patótipos de E. coli, APEC é considerada uma das principais causadoras de morbidade e letalidade em aves silvestres e domésticas(1313 Barros M, Silveira W, Araujo J, Costa E, Oliveira A, Santos A, Silva V, Mota R. Resistência antimicrobiana e perfil plasmidial de Escherichia coli isolada de frangos de corte e poedeiras comerciais no Estado de Pernambuco. Pesq Vet Bras. 2012;32(5):405-10.), possui ampla diversidade genética, com diversos fatores de virulência. Entre os genes que classificam uma cepa como APEC, estão os responsáveis pela resistência sérica aos efeitos bactericidas do soro (traT e iss), mecanismos de adesão (papC), aerobactina (iuc) e hemaglutinina sensível à temperatura (tsh) (99 Gyles C, Prescott J, Songer J, Thoen C. Pathogenesis of Bacterial Infections in Animals. Ames: Blackwell Publishing; 2010.,1414 La Ragione R, Woodward M. Virulence factors of Escherichia coli serotypes associated with avian colisepticaemia. Res in Vet Sci. 2002;73:27-35.

15 Rocha A, Silva A, Brito B, Moraes H, Pontes A, Cé M, Nascimento V, Salle C. Virulence factors of avian pathogenic Escherichia coli isolated from broilers from the south of Brazil. Avian Diseases. 2002;46(3):749-53.
-1616 Ewers C, Janssen T, Kiessling S, Philipp H, Wieler L. Rapid detection of virulence-associated genes in avian pathogenic Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. Avian Diseases. 2005;49(2):269-73.).

Estudos envolvendo isolados de E. coli de origem humana e animal têm demonstrado a presença de vários genes em comum, indicando a possibilidade de trocas genéticas entre as diferentes linhagens quando em contato, o que pode contribuir para aumento da virulência e o desenvolvimento de cepas patogênicas resistentes(1717 Kuhnert P, Boerlin P, Frey J. Target genes for virulence assessment of Escherichia coli isolates from water, food and environment. Micro Rev. 2000;24:107-17.). Além disso, estudos subsequentes apontaram um aumento exponencial de microrganismos resistentes aos antimicrobianos(1818 Haraken S, Yassine H, El-Fadel M. Antimicrobial resistance patterns of Escherichia coli and Salmonella strains in the aquatic Lebanese enviroments. Env Poll. 2006;143(2):269-77.), sendo os Psittaciformes o foco de alguns estudos que revelaram sua importância como hospedeiros de bactérias resistentes aos antibióticos(1919 Corrêa IMO, Flores F, Schneiders GH, Pereira LQ, Brito BG, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(3):241-246.)

Considerando a importância da investigação de cepas bacterianas presentes em aves criadas comercialmente, como animais de estimação, o que pode representar um desafio no controle epidemiológico da relação homem-animal, o presente estudo foi desenvolvido com os objetivos de identificar a presença de E. coli em amostras de gaiolas de psittaciformes, com a avaliação do perfil de resistência antimicrobiana e na detecção de genes de virulência.

Material e métodos

O presente estudo foi realizado nos Laboratórios de Bacteriologia e de Diagnóstico Molecular do Departamento de Medicina Veterinária da Escola de Veterinária e Zootecnia (EVZ) da Universidade Federal de Goiás (UFG) e aprovado pela Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA) sob o protocolo nº 058/17.

Após a atualização do cadastro oficial das revendas, juntamente com um auditor fiscal estadual, foram identificados estabelecimentos com presença de aves (Psittaciformes) nas regiões metropolitanas de Goiânia-Goiás-Brasil, em 2017. Em seguida, 50 estabelecimentos foram selecionados para coleta de amostras. A seleção do número de gaiolas para coleta de amostras foi estabelecida de acordo com o número total de gaiolas de cada estabelecimento. Em cada gaiola selecionada, coletaram-se amostras de excretas, alimentadores e suabes de bebedouros, num total de três amostras por gaiola.

Aproximadamente 1,0 g de excretas foi coletado, em cinco pontos diferentes das bandejas, formando assim um pool que constituiu uma amostra. Em relação ao alimento, coletaram-se 2,5g nos alimentadores, os quais foram acondicionados em frascos esterilizados. As coletas nos bebedouros foram realizadas por três suabes que foram esfregados em toda a extensão deles e acondicionados em tubos de polipropileno, os quais constituíram uma amostra. As amostras foram identificadas e transportadas ao laboratório para processamento em caixas isotérmicas contendo gelo reciclável. Ao final das coletas, obtiveram-se 423 amostras, sendo 141 de excretas, 141 de alimentos e 141 de suabes de bebedouro.

As amostras foram coletadas de 50 revendas em 141 gaiolas, onde se identificou oito espécies diferentes de psitacídeos, das quais 48,2% (68/141) eram de periquitos australianos (Melopsittacus undulatus); 33,4% (47/141) de calopsitas (Nymphicus hollandicus); 14,2% (20/141) de agapornis (Agapornis roseicollis); 1,4% (2/141) bourke rosa; 0,7% (1/141) papagaios vermelhos rumped (Psephotus haematonotus) e iguais percentuais de papagaio-de-frente-turquesa (Neophema pulchella); papagaio-da-amazônia de frente azul (Amazona aestiva) e arara escarlate (Aramacao macao ). Verificou-se que a maioria das gaiolas (100/141) continha mais de duas aves.

As amostras foram processadas de acordo com Oliveira(2020 Oliveira S. Guia bacteriológico prático: microbiologia veterinária. Canoas: Ulbra; 2012.), com modificações. Inicialmente, as amostras dos alimentos foram pesadas e os suabes dos alimentadores transferidos para 1% de água peptonada e incubadas a 37 °C por 18-24h. Em sequência, 1 mL dessa solução foi transferida para 9 mL de caldo selenito cistina (CS) e incubada a 37°C/ 18-24h. Já as amostras de excretas foram pesadas e inoculadas em caldo cérebro coração (BHI) e incubadas a 37 °C/ 18-24h.

Após a incubação, alíquotas de caldos CS e BHI foram estriadas em ágar MacConkey e incubadas a 37 °C por 18-24h. Três unidades formadoras de colônias (UFC), com características morfológicas de Escherichia coli, foram transferidas para tubos contendo ágar de ferro de açúcar triplo (TSI) e incubadas a 37 °C por 24h.

Após esse período, os tubos TSI foram selecionados de acordo com o uso de glicose, sacarose e lactose e submetidos a testes de motilidade, produção de indol, de urease, de H2S, malonato, reação ao vermelha de metila e citrato de Simmons. Os isolados, com bioquímicas compatíveis de E. Coli, foram mantidos em caldo BHI, incubados a 37 °C por 24h e mantidos a -20 °C para uso posterior.

O perfil de suscetibilidade antimicrobiana dos isolados de E. coli foi determinado pelo método de difusão do disco de acordo com Clinical and Laboratory Standards Institute - CLSI(2323 Siek K, Giddings W, Doetkott C, Johnson T, Nolan L. Characterizing the APEC pathotype. Vet Res. 2005;36:241-56.). Os antimicrobianos testados foram: amoxicilina (10 µg), gentamicina (10 µg), ciprofloxacina (5 µg), enrofloxacina (5 µg), florfenicol (30 8 µg), neomicina (30 µg), sulfonamida 300 µg), tetraciclina (30 µg), trimetoprim (25 µg) e doxiciclina (30 µg). E. coli ATCC 25922 foi utilizado como isolado de referência.

Para extração de DNA, utilizaram-se Qiagen Plasmid mini kit e Wizard® Genomic DNA Purification kit. Seus protocolos foram seguidos usando 3 mL de suspensão da cultura bacteriana no caldo BHI, incubado por 24h a 37 °C. As pelotas de DNA obtidas na extração foram suspensas em 50 µL de tampão (TE). A solução tampão foi preparada como base tris 2 M de 242 g (2-amino-2-hidroximetila-propano-1,3-diol), 57.1 mL glacial acetic acid, 100 mL disodium EDTA solution (Na2 EDTA) 0,5 M (pH 8.0) e água destilada a um litro (v:v), depois armazenada a -20 °C. Para amplificação de DNA, os isolados foram submetidos ao PCR padrão utilizando diferentes primers para a detecção dos seguintes genes: tsh (5’-ACT ATT CTC TGC AGG AAG TC-3’; 5’-CTT CCG ATG TTC TGA ACG T-3’; 829 bp)(1616 Ewers C, Janssen T, Kiessling S, Philipp H, Wieler L. Rapid detection of virulence-associated genes in avian pathogenic Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. Avian Diseases. 2005;49(2):269-73.), iss (5’-ATC ACA TAG GAT TG GCC G-3’; ISS (5’-ATC ACAC TAG GAT TG GCC-3’; 5’-CAG CGG AGT ATA GAT GCC A-3’; 309 bp)(1616 Ewers C, Janssen T, Kiessling S, Philipp H, Wieler L. Rapid detection of virulence-associated genes in avian pathogenic Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. Avian Diseases. 2005;49(2):269-73.), traT (5’-GGT GTG GTG CGA TGA GCA CAG-3’;5’-CAC GGT TCA GCC ATC CCT GAG-3’; 290 bp)(2222 Horne S, Pfaff-McDonough S, Giddings C, Nolan L. Cloning and sequencing of the iss gene from a virulent avian Escherichia coli. Avian Disease. 2000;44(1):179-84.), papC (5’-TGA TAT CAC GCA GTC AGT AGC-3’; 5’-CCG GCC ATA TTC ACA issTAA-3’; 205 bp)(2323 Siek K, Giddings W, Doetkott C, Johnson T, Nolan L. Characterizing the APEC pathotype. Vet Res. 2005;36:241-56.), and eae (5’-AAA CAG GTG AAA CTG TTG CC-3’;5’-CTC TGC AGA TTA ACC TCT GC-3’; 454 bp)(2424 Yu J, Kaper J. Cloning and characterization of the eae gene of enterohemorrhagic Escherichia coli. Mol Microb. 1992;6(3):411-7.).

Para a análise dos genes iss, traT, papC e eae, uma reação em cadeia de polimerase foi realizada em um termociclador a uma temperatura de 90 °C durante 5 e 30 ciclos de amplificação, composto por desnaturação a 94 °C por um minuto, 50 °C por um minuto e extensão a 72 °C por dois minutos. Esse foi seguido por um passo final de 72 °C por sete minutos.

Os genes amplificados foram submetidos à eletroforese em gel de 0,8% e agarose a 90 V por um período de 50 minutos. O gel de agarose foi preparado com 0,8 mg de agarose, 10 mL de TEB (0,5X), 100 mL de água dupla destilada (q.s.p). O tampão TEB foi preparado com 5,4 g de base Tris, 2,0 mL de 0,5 M EDTA (pH 8,8), 2,75 g de ácido bórico e 100 mL de água dupla destilada (q.s.p). O gel foi corado com GelRed (Uniscience™) e visualizado sob luz ultravioleta em um transiluminador.

Resultados

Entre as 423 amostras analisadas, E. coli foi isolada de 12% (17/141) de excretas, 8,5% (12/141) de alimentos e 8,5% (12/141) de suabes de bebedouros.

Na determinação da suscetibilidade de E. coli isolados de excretas, alimentos e suabes de bebedouros, observou-se maior resistência aos antimicrobianos sulfonamida e neomicina (Figura 1).

Figura 1
Resultados do teste de suscetibilidade aos antimicrobianos de E. coli isolados de Psittaciformes. Fonte: Elaboração própria.

Entre os 41 isolados de E. Coli, obteve-se, em 20 cepas, multi-resistência (resistência a quatro ou mais antimicrobianos), sendo sete de excreta (7/17), cinco de alimentos (5/12) e oito de bebedouros (8/12). Um dos isolados dos bebedouros foi resistente a todos os antimicrobianos testados (Tabela 1).

Tabela 1
Distribuição dos padrões de resistência aos 10 antimicrobianos testados em Escherichia coli isoladas em amostras provenientes de gaiolas de psitacídeos em casas de revendas da região metropolitana de Goiânia -GO

Os genes iss (7,3%) foram detectados em três isolados de E. coli, sendo dois em amostras de excreta e um de alimento; três isolados continham o gene tsh (7,3%), sendo dois de amostras alimento e um de excreta. Entre esses isolados, um de excreta apresentou ambos os genes (tsh e iss). O gene papC também foi encontrado em dois isolados, um em amostra de bebedouros e outro de excreta. Os genes traT e eae não foram detectados em nenhum isolado (Tabela 2). Ressalta-se que todos os isolados positivos para os genes em estudo foram encontrados em amostras de gaiolas de periquitos australianos que continham duas ou mais aves.

Tabela 2
Distribuição dos genes iss. tsh. papC, traT e eae em cepas de Escherichia coli isolados de psitacideos de revendas da região metropolitana de Goiânia - Goiás.

Discussão

A presença de E. coli, isolada da excreta, não caracterizou distúrbio entérico ou doença sistêmica, uma vez que as aves estavam aparentemente saudáveis. Os resultados obtidos na pesquisa coincidem com os relatos de outros autores, os quais constataram que E. coli pode ser detectada em aves clinicamente saudáveis e atuar como uma bactéria oportunista com possibilidades de gerar doenças apenas em aves imunossuprimidas, submetidas a altas cargas de estresse, ou que já estejam debilitadas por outros fatores(2525 Cubas Z, Godoy S. Algumas doenças de aves ornamentais http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf2004 [6 ago 2017]. Available from: http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf.
http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pd...
,2626 Aguilar R, Hernandez S, Hernandez S. Medicina e patologia de aves de companhia. Atlas de medicina, terapêutica e patologia de animais exóticos. São Paulo: Interbook; 2006.).Corrêa et al.(66 Corrêa I, Flores F, Schneiders G, Pereira L, Brito B, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(2):241-6.) detectaram uma alta carga de E. coli com alto potencial patogênico em aves silvestres mantidas em cativeiro submetidas a estresse crônico, indicando problemas de manejo. Godoy(2727 Godoy SN. Psittaciformes (arara, papagaio, periquito). In: Roca, editor. Tratado de animais selvagens. 1. São Paulo: Cubas ZS, Silva JCR,Catão-Dias JL; 2007. p. 2220-251.) relatou que a colibacillose é frequente em Psittaciformes mantidos em alta densidade populacional, o que facilita a dispersão de bactérias por contaminação fecal de água, alimentos e o ambiente onde as aves são mantidas.

A hipótese para a detecção de E. coli isolados de aves aparentemente saudáveis deve-se ao fato de que as aves mantidas em estabelecimentos comerciais estão sujeitas ao estresse crônico(2828 Lopes E, Maciel W, Teixeira R, Albuquerque A, Vasconcelos R, Machado D, Bezerra W, Santos I. Isolamento de Salmonella spp. e Escherichia coli de psittaciformes: relevância em saúde pública. Anim Path. 2016;83:1-10.), o que pode ser verificado pelas condições encontradas na maioria das revendas visitadas. Nessas revendas, foi observada a presença de excretas nos recipientes para água e alimentos, muitas aves alojadas por gaiola, proximidade entre gaiolas, inclusive com as gaiolas de outras espécies animais, e manipulação frequente de aves.

As condições de cativeiro podem contribuir para a contaminação, conforme relatado por Taormina(2929 Taormina P. Produce as a potential source of bacterial infections in exotic pets. Compend Contin Educ Pract Vet. 2000:636-46.), uma vez que recipientes abertos podem ser facilmente contaminados por microrganismos externos e fezes de aves ou fragmentos de alimentos. Além disso, as aves regurgitam pequenas quantidades de água ao recipiente e, se não forem limpas periodicamente, a formação de biofilme pode ocorrer. Também foi observado o fornecimento de frutas e hortaliças em algumas lojas, sendo que esses alimentos também têm sido relatados como possíveis fontes de contaminação(2929 Taormina P. Produce as a potential source of bacterial infections in exotic pets. Compend Contin Educ Pract Vet. 2000:636-46.).

As condições nas quais as aves estavam alojadas nesses estabelecimentos estão diretamente relacionadas ao isolamento de E. coli nas amostras coletadas, conforme relatado por Xenoulis et al.(3030 Xenoulis P, Gray P, Brightsmit D, Palculict B, Sharman H, Steiner J, Tizard I, Suchodolski J. Molecular characterization of the cloacal microbiota of wild and captive parrots. Vet Micro. 2010;146:320-5.), que compararam a microbiota entérica de papagaios de vida livre e de cativeiro através de técnicas moleculares. Com isso, relataram um isolamento significativamente maior nos psitacídeos mantidos em cativeiro, atribuindo tal resultado às condições do ambiente de cativeiro, além da dieta e do possível uso de antimicrobianos. Em estudo semelhante, Bowman & Jacobson(3131 Bowman T, Jacobson E. Cloacal flora of clinically normal captive psittacine birds. The J Zoo Ani Med. 1980;11(3):81-5.) avaliaram oito espécies de Psittaciformes adultos clinicamente saudáveis e, apesar de relatarem uma baixa porcentagem de bactérias gram-negativas, isolaram E. coli com mais frequência.

O uso de antimicrobianos nos estabelecimentos onde os psitacídeos estavam alojados não era frequente. No entanto, alguns proprietários relataram seu uso em aves de outras espécies, como em pintinhos que estavam alojados em gaiolas próximas às aves estudadas. Entre os antimicrobianos relatados, a sulfonamida foi a mais utilizada e a que apresentou maior resistência neste estudo. Embora não tenham sido administrados diretamente aos Psittaciformes, o fato dessas aves serem manuseadas e terem contato com os mesmos cuidadores, ou mesmo em gaiolas próximas, pode promover a transmissão de microrganismos resistentes entre eles(3232 Machado D, Lopes E, Albuquerque A, Bezerra W, Horn R, Lima S, Siqueira R, Beleza A, Oliveira F, Cardoso W, Teixeira R. Detecção e avaliação do perfil de sensibilidade antimicrobiana de enterobactérias isoladas de periquitos cara-suja (Pyrrhura griseipectus) em cativeiro. Arq Bras Med Vet Zootec. 2016;68(6):1732-6.).

Em estudo envolvendo Psittaciformes, obtidos a partir do tráfico ilegal, Lopes et al.(3333 Lopes E, Maciel W, Albuquerque A, Machado D, Bezerra W, Vasconcelos R, Lima B, Gonçalves G, Teixeira R. Prevalence and antimicrobial resistance profile of enterobacteria isolated from psittaciformes of illegal wildlife trade. Acta Scie Vet. 2015;43:1313.) também encontraram altos níveis de resistência à sulfonamida, juntamente com azitromicina, ampicilina e tetraciclina. Os autores sugerem que tais níveis elevados podem ser uma consequência do uso frequente desses antimicrobianos na medicina humana e veterinária. Guardabassi e Prescott(3434 Guardabassi L, Prescott J. Antimicrobial stewardship in small animal veterinary practice: from theory to practice. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2015;45:361-76.) associaram os altos níveis de resistência bacteriana presentes ao uso prolongado de antimicrobianos, alguns dos quais foram desenvolvidos há mais de sete décadas e têm sido utilizados na medicina humana desde então, contribuindo para a seleção de cepas resistentes ao longo do tempo, sendo assim menos eficazes quando utilizados, mesmo em animais que nunca tiveram contato com tais drogas(3535 Bezerra W, Horn R, Silva I, Teixeira R, Lopes E, Albuquerque A, Cardoso W. Antibióticos no setor avícola: uma revisão sobre a resistência microbiana. Arch de Zoot. 2017;254(66):301-7.).

Embora o gene iss tenha sido encontrado em três dos isolados, Silveira et al.(3636 Silveira W, Fantinatti F, Castro A. Transposon mutagenesis and membrane protein studies in an avian colisepticaemic Escherichia coli strain. Rev Bras Genética. 1994;17:9-14.) relataram que a detecção do plasmídeo contendo o gene da iss não é suficiente para caracterizar um isolado de E. coli como patogênico, mas esse gene pode ser considerado como um marcador para virulência, uma vez que é o mais prevalente em cepas de aves doentes(3737 Delicato E, Brito B, Gaziri LCJ, Vidotto M. Virulence associated genes in Escherichia coli isolates from poultry with colibacillosis. Vet Microbiol. 2003;94:97-103.). Alguns relatos sugerem que a presença do gene da iss também pode estar associada a altos níveis de resistência bacteriana, em concordância com o que foi relatado neste estudo. Johnson et al.(3838 Johnson T, Giddings C, Horne S, Gibbs P, Wooley R, Skyberg J, Olah P, Kercher R, Sherwood J, Foley S, Nolan L. Location of increased serum survival gene and selected virulence traits on a conjugative R plasmid in an avian Escherichia coli isolate. Avian Diseases. 2012;46(2):343-52.) identificaram um plasmídeo em E. coli do patótipo APEC, que codificava simultaneamente o gene iss e a resistência aos agentes antimicrobianos tetraciclina, sulfonamidas, aminoglicosídeos, trimetoprin e agentes beta-lactâmicos.

O gene tsh, comumente detectado nas APECs, também foi detectado em três isolados de E. coli. É um gene cuja função é a síntese de proteínas termo sensíveis com capacidade de hemaglutinação(99 Gyles C, Prescott J, Songer J, Thoen C. Pathogenesis of Bacterial Infections in Animals. Ames: Blackwell Publishing; 2010.) e é frequentemente descrito como um importante fator de patogenicidade na colibacillose(3939 Provence D, Curtiss R. Isolation and characterization of a gene involved in hemagglutination by an avian pathogenic Escherichia coli strain. Infection and Immunity. 1994;62(4):1369-80.). Esse gene, tsh, foi detectado em E. coli de uma amostra de ração e excretas da mesma gaiola. Esse resultado aponta para a possibilidade de E. coli infectar aves, disseminar o microrganismo contendo genes de virulência, que, ao contaminar a própria alimentação, infectariam as outras aves da mesma gaiola ou pessoas que as manipulam.

A associação dos genes iss e tsh foi detectada em um dos isolados. Sobre isso, Costa et. al.(4040 Costa D, Poeta P, Sáenz Y, Vinué L, Coelho A, Matos M, Rojo-Bezares B, Rodrigues J, Torres C. Mechanisms of antibiotic resistance in Escherichia li isolates recovered from wild animals. Micro Drug Resist. 2008;14(1):71-7.) relataram que, juntamente com outros genes de virulência, esses genes são frequentemente encontrados em isolados potencialmente patogênicos de aves domésticas e selvagens. Já Bonnet et al.(4141 Bonnet C, Diarrassouba F, Brousseau R, Masson L, Topp E, Diarra M. Pathotype and antibiotic resistance gene distributions of Escherichia coli isolates from broiler chickens raised on antimicrobial-supplemented diets. App and env microb. 2009;75(22):6955-62.) verificaram a menor frequência de genes de virulência, tais como tsh e iss, em E. coli comensal. Esse fato pode corroborar os achados do presente estudo, uma vez que as aves estavam aparentemente saudáveis no momento da coleta e apenas um isolado continha estes genes, o que sugere que E. coli seja comensal nesses animais.

O gene papC codifica a fímbria P, uma das adesinas mais frequentes em E. coli e foi encontrado em dois dos isolado. No entanto, sua presença não pode ser utilizada para classificação e identificação de isolados da APEC, uma vez que também pode ser encontrado em isolados de E. coli apatogênica. Mohamed et al.(4242 Mohamed M, Shehata M, Rafeek E. Virulence genes content and antimicrobial resistance in Escherichia coli from broiler chicken. Vet Med Int. 2014;1:1-6.), em estudos com frangos de corte aparentemente saudáveis e doentes, detectaram o gene papC tanto em E.coli apatogênicas quanto em APEC .

O gene traT e o gene iss não foram detectados nesta pesquisa, mas estudos têm demonstrado que, quando associados, tornam os isolados da APEC mais resistentes aos efeitos bactericidas do sistema complemento e da fagocitose. Além disso, geralmente, são detectados em processos septicêmicos(1717 Kuhnert P, Boerlin P, Frey J. Target genes for virulence assessment of Escherichia coli isolates from water, food and environment. Micro Rev. 2000;24:107-17.).

O gene eae, responsável por um dos mecanismos de virulência(4343 Persson S, Olsen K, Scheutz F, Krogfelt K, Gerner-Smidt P. A method for fast and simple detection of major diarrhoeagenic Escherichia coli in the routine diagnostic laboratory. Europ Jour of Clin Microb & Infec Dis. 2007;13:516-24.), frequentemente relacionado a patologias que causam diarreia em humanos em países em desenvolvimento(4444 Costa A, Lima K, Sousa C, Loureiro E. Desenvolvimento de PCR multiplex para detecção e diferenciação de categorias de Escherichia coli diarreiogênicas. Rev Pan-Amazônica de Saúde. 2010;1(2):77-84.), também não foi identificado nos isolados obtidos neste estudo.

Apesar da baixa frequência, os genes de virulência e resistência sérica encontrados em isolados E. coli, no estudo, podem ser transmitidos para outras espécies e para humanos através de contato direto, ou em ambientes contaminados, o que pode favorecer o surgimento de isolados patogênicos e resistentes, gerando infecções bacterianas graves, com opções de medicamentos cada vez mais limitadas(4545 Ajiboye R, Solberg O, Lee B, Raphael E, Debroy C, Riley L. Global spread of mobile antimicrobial drug resistance determinants in human and animal Escherichia coli and Salmonella strains causing community-acquired infections. Clin Infec Diseases. 2009;49:365-71.).

Conclusão

Os dados mostram que E. coli isolada de Psittaciformes em cativeiro pode se constituir em reservatórios para genes de virulência e para múltiplas drogas antimicrobianas. Isso é ainda mais importante considerando o fato de que essas aves carregam E. coli, que é potencialmente patogênica para humanos e para aves que são comercializadas como animais de estimação.

References

  • 1
    Gondim L, Gomes D, Maia P. Casuística de aves selvagens atendidas de 2002 a 2004 na Escola de Medicina Veterinária da Universidade Federal da Bahia. 26º Congresso Brasileiro de Zoologia; Londrina, Brasil: Universidade Estadual de Londrina; 2006. p. 86-7.
  • 2
    CL Graham, DL Graham. Occurrence of Escherichia coli in feces of Psittacine birds. Avian Diseases. 1978; 22:717-20.
  • 3
    Flammer K, Drewes L. Species related differences in the incidence of Gram-negative bacteria isolated from the cloaca of clinically normal psittacine birds. Avian Diseases. 1988;32:79-83.
  • 4
    Evans E, Osborne J, Jay P, Flammer K. Assessment of the microbial quality of water offered to captive psittacine birds. Jour of Avi Med and Surg. 2009;23(1):10-7.
  • 5
    Mattes B, Consiglio S, Almeida B, Guido M, Orsi R, Silva R, Costa A, Ferreira A, Knöbl T. Influência da biossegurança na colonização intestinal por Escherichia coli em psitacídeos. Arq do Inst Bio. 2005;72:13-6.
  • 6
    Corrêa I, Flores F, Schneiders G, Pereira L, Brito B, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(2):241-6.
  • 7
    Chiacchio R, Cunha M, Sturn R, Moreno L, Moreno A, Pereira C, Martins F, Franzolin M, Piazza R, Knöbl T. Shiga toxin-producing Escherichia coli (STEC): Zoonotic risks associated with psittacine pet birds in home environments. Vet Micro. 2016;184:27-30.
  • 8
    Marietto-Gonçalves G, Almeida S, Lima E, Okamoto A, Pinczowshi P, Andreatti Filho R. Isolation of Salmonella enterica Serovar Enteritidis in Blue-Fronted Amazon Parrot (Amazona aestiva). Avian Disease. 2010;54:151-5.
  • 9
    Gyles C, Prescott J, Songer J, Thoen C. Pathogenesis of Bacterial Infections in Animals. Ames: Blackwell Publishing; 2010.
  • 10
    Hirsh D, MacLachlan N, Walker R. Veterinary Microbiology. Massachusetts: Wiley-Blackwell; 2004.
  • 11
    Saidenberg A, Teixeira R, Guedes N, Allgayer M, Melville P, Benites N. Molecular detection of enteropathogenic Escherichia li in asymptomatic captive psittacines. Pesq Vet Bras. 2012;32(9):922-6.
  • 12
    Organização Mundial de Saúde. OMS Adverte sobre doenças resistentes a medicamentos. In: Saúde OMd, in. http://unicrio.org.br/oms-adverte-sobre-doencas-resistentes-a-medicamentos/2010 p. 1.
    » http://unicrio.org.br/oms-adverte-sobre-doencas-resistentes-a-medicamentos/2010
  • 13
    Barros M, Silveira W, Araujo J, Costa E, Oliveira A, Santos A, Silva V, Mota R. Resistência antimicrobiana e perfil plasmidial de Escherichia coli isolada de frangos de corte e poedeiras comerciais no Estado de Pernambuco. Pesq Vet Bras. 2012;32(5):405-10.
  • 14
    La Ragione R, Woodward M. Virulence factors of Escherichia coli serotypes associated with avian colisepticaemia. Res in Vet Sci. 2002;73:27-35.
  • 15
    Rocha A, Silva A, Brito B, Moraes H, Pontes A, Cé M, Nascimento V, Salle C. Virulence factors of avian pathogenic Escherichia coli isolated from broilers from the south of Brazil. Avian Diseases. 2002;46(3):749-53.
  • 16
    Ewers C, Janssen T, Kiessling S, Philipp H, Wieler L. Rapid detection of virulence-associated genes in avian pathogenic Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. Avian Diseases. 2005;49(2):269-73.
  • 17
    Kuhnert P, Boerlin P, Frey J. Target genes for virulence assessment of Escherichia coli isolates from water, food and environment. Micro Rev. 2000;24:107-17.
  • 18
    Haraken S, Yassine H, El-Fadel M. Antimicrobial resistance patterns of Escherichia coli and Salmonella strains in the aquatic Lebanese enviroments. Env Poll. 2006;143(2):269-77.
  • 19
    Corrêa IMO, Flores F, Schneiders GH, Pereira LQ, Brito BG, Lovato M. Detecção de fatores de virulência de Escherichia coli e análise de Salmonella spp. em psitacídeos. Pesq Vet Bras. 2013;33(3):241-246.
  • 20
    Oliveira S. Guia bacteriológico prático: microbiologia veterinária. Canoas: Ulbra; 2012.
  • 21
    CLSI. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. In: Institute CaLS, editor. 2017.
  • 22
    Horne S, Pfaff-McDonough S, Giddings C, Nolan L. Cloning and sequencing of the iss gene from a virulent avian Escherichia coli Avian Disease. 2000;44(1):179-84.
  • 23
    Siek K, Giddings W, Doetkott C, Johnson T, Nolan L. Characterizing the APEC pathotype. Vet Res. 2005;36:241-56.
  • 24
    Yu J, Kaper J. Cloning and characterization of the eae gene of enterohemorrhagic Escherichia coli Mol Microb. 1992;6(3):411-7.
  • 25
    Cubas Z, Godoy S. Algumas doenças de aves ornamentais http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf2004 [6 ago 2017]. Available from: http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf
    » http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf2004» http://www.abma,com,br/2004/notes/207.pdf
  • 26
    Aguilar R, Hernandez S, Hernandez S. Medicina e patologia de aves de companhia. Atlas de medicina, terapêutica e patologia de animais exóticos. São Paulo: Interbook; 2006.
  • 27
    Godoy SN. Psittaciformes (arara, papagaio, periquito). In: Roca, editor. Tratado de animais selvagens. 1. São Paulo: Cubas ZS, Silva JCR,Catão-Dias JL; 2007. p. 2220-251.
  • 28
    Lopes E, Maciel W, Teixeira R, Albuquerque A, Vasconcelos R, Machado D, Bezerra W, Santos I. Isolamento de Salmonella spp. e Escherichia coli de psittaciformes: relevância em saúde pública. Anim Path. 2016;83:1-10.
  • 29
    Taormina P. Produce as a potential source of bacterial infections in exotic pets. Compend Contin Educ Pract Vet. 2000:636-46.
  • 30
    Xenoulis P, Gray P, Brightsmit D, Palculict B, Sharman H, Steiner J, Tizard I, Suchodolski J. Molecular characterization of the cloacal microbiota of wild and captive parrots. Vet Micro. 2010;146:320-5.
  • 31
    Bowman T, Jacobson E. Cloacal flora of clinically normal captive psittacine birds. The J Zoo Ani Med. 1980;11(3):81-5.
  • 32
    Machado D, Lopes E, Albuquerque A, Bezerra W, Horn R, Lima S, Siqueira R, Beleza A, Oliveira F, Cardoso W, Teixeira R. Detecção e avaliação do perfil de sensibilidade antimicrobiana de enterobactérias isoladas de periquitos cara-suja (Pyrrhura griseipectus) em cativeiro. Arq Bras Med Vet Zootec. 2016;68(6):1732-6.
  • 33
    Lopes E, Maciel W, Albuquerque A, Machado D, Bezerra W, Vasconcelos R, Lima B, Gonçalves G, Teixeira R. Prevalence and antimicrobial resistance profile of enterobacteria isolated from psittaciformes of illegal wildlife trade. Acta Scie Vet. 2015;43:1313.
  • 34
    Guardabassi L, Prescott J. Antimicrobial stewardship in small animal veterinary practice: from theory to practice. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2015;45:361-76.
  • 35
    Bezerra W, Horn R, Silva I, Teixeira R, Lopes E, Albuquerque A, Cardoso W. Antibióticos no setor avícola: uma revisão sobre a resistência microbiana. Arch de Zoot. 2017;254(66):301-7.
  • 36
    Silveira W, Fantinatti F, Castro A. Transposon mutagenesis and membrane protein studies in an avian colisepticaemic Escherichia coli strain. Rev Bras Genética. 1994;17:9-14.
  • 37
    Delicato E, Brito B, Gaziri LCJ, Vidotto M. Virulence associated genes in Escherichia coli isolates from poultry with colibacillosis. Vet Microbiol. 2003;94:97-103.
  • 38
    Johnson T, Giddings C, Horne S, Gibbs P, Wooley R, Skyberg J, Olah P, Kercher R, Sherwood J, Foley S, Nolan L. Location of increased serum survival gene and selected virulence traits on a conjugative R plasmid in an avian Escherichia coli isolate. Avian Diseases. 2012;46(2):343-52.
  • 39
    Provence D, Curtiss R. Isolation and characterization of a gene involved in hemagglutination by an avian pathogenic Escherichia coli strain. Infection and Immunity. 1994;62(4):1369-80.
  • 40
    Costa D, Poeta P, Sáenz Y, Vinué L, Coelho A, Matos M, Rojo-Bezares B, Rodrigues J, Torres C. Mechanisms of antibiotic resistance in Escherichia li isolates recovered from wild animals. Micro Drug Resist. 2008;14(1):71-7.
  • 41
    Bonnet C, Diarrassouba F, Brousseau R, Masson L, Topp E, Diarra M. Pathotype and antibiotic resistance gene distributions of Escherichia coli isolates from broiler chickens raised on antimicrobial-supplemented diets. App and env microb. 2009;75(22):6955-62.
  • 42
    Mohamed M, Shehata M, Rafeek E. Virulence genes content and antimicrobial resistance in Escherichia coli from broiler chicken. Vet Med Int. 2014;1:1-6.
  • 43
    Persson S, Olsen K, Scheutz F, Krogfelt K, Gerner-Smidt P. A method for fast and simple detection of major diarrhoeagenic Escherichia coli in the routine diagnostic laboratory. Europ Jour of Clin Microb & Infec Dis. 2007;13:516-24.
  • 44
    Costa A, Lima K, Sousa C, Loureiro E. Desenvolvimento de PCR multiplex para detecção e diferenciação de categorias de Escherichia coli diarreiogênicas. Rev Pan-Amazônica de Saúde. 2010;1(2):77-84.
  • 45
    Ajiboye R, Solberg O, Lee B, Raphael E, Debroy C, Riley L. Global spread of mobile antimicrobial drug resistance determinants in human and animal Escherichia coli and Salmonella strains causing community-acquired infections. Clin Infec Diseases. 2009;49:365-71.

Datas de Publicação

  • Publicação nesta coleção
    29 Jan 2021
  • Data do Fascículo
    2020

Histórico

  • Recebido
    17 Set 2019
  • Aceito
    01 Jun 2020
  • Publicado
    18 Set 2020
Universidade Federal de Goiás Universidade Federal de Goiás, Escola de Veterinária e Zootecnia, Campus II, Caixa Postal 131, CEP: 74001-970, Tel.: (55 62) 3521-1568, Fax: (55 62) 3521-1566 - Goiânia - GO - Brazil
E-mail: revistacab@gmail.com