Alcaloides indólicos de cascas de Aspidosperma vargasii e A. desmanthum

Indole alkaloids from the bark of Aspidosperma vargasii and A. desmanthum

Resumo

Fractionation of extracts resulted in isolation and identification of indole alkaloids ellipticine and N-methyltetrahydroellipticine from A. vargasii and aspidocarpine from A. desmanthum. Identification of these compounds was achieved based on IR, MS, ¹H, 13C and 2-D NMR data and comparison to data in the literature.

Apocynaceae; ellipticine; N-methyltetrahydroellipticine

Apocynaceae; ellipticine; N-methyltetrahydroellipticine

ARTIGO

Alcaloides indólicos de cascas de Aspidosperma vargasii e A. desmanthum

Indole alkaloids from the bark of Aspidosperma vargasii and A. desmanthum

Marycleuma Campos Henrique^I; Sergio Massayoshi Nunomura^II; Adrian Martin PohlitII, ^*

^IDepartamento de Química, Instituto de Ciências Exatas, Universidade Federal do Amazonas, Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000 Manaus - AM, Brasil

^IICoordenação de Pesquisa em Produtos Naturais, Instituto Nacional de Pesquisa da Amazônia, Av. André Araújo, 2936, 69060-001 Manaus - AM, Brasil

ABSTRACT

Fractionation of extracts resulted in isolation and identification of indole alkaloids ellipticine and N-methyltetrahydroellipticine from A. vargasii and aspidocarpine from A. desmanthum. Identification of these compounds was achieved based on IR, MS, ¹H, ¹³C and 2-D NMR data and comparison to data in the literature.

Keywords: Apocynaceae; ellipticine; N-methyltetrahydroellipticine.

INTRODUÇÃO

O gênero Aspidosperma Mart. pertence à família Apocynaceae¹ e é distribuído em regiões neotropicais.² Espécies desse gênero são conhecidas popularmente como peroba na maioria das regiões brasileiras e carapanaúba na região amazônica.

A característica marcante desse gênero é a presença de alcaloides indólicos, principalmente os monoterpênicos,³ que conferem um amplo espectro de atividades biológicas reconhecidas às espécies desse gênero, tais como antitumoral,⁴ antiplasmódica,⁵ antimicrobiana,⁶ e antibacteriana⁷ consistentes, em muitos casos, com suas utilizações populares. Dentre essas atividades biológicas, a mais representativa é a citotóxica, que tem sido demonstrada frente a diferentes linhagens de células tumorais.⁴. Este é o caso, por exemplo, da elipticina (1), um dos alcaloides indólicos mais estudados, que chegou a ser utilizada em ensaios clínicos no tratamento do câncer.^4,8

Este trabalho descreve o isolamento e contribui com dados espectrais mais atuais para a caracterização dos alcaloides elipticina (1) e N-metiltetra-hidroelipticina 2 de A. vargasii e aspidocarpina (3) de A. desmanthum (Figura 1).

PARTE EXPERIMENTAL

Instrumentação e material

Os espectros de infravermelho (IV) foram obtidos em um aparelho FTLA 2000-104 da Bomem, utilizando-se pastilhas de KBr, com frequências medidas em cm^-1. Os espectros de RMN foram obtidos em CDCl₃ ou CD₃OD em um aparelho Unity Inova da Varian (¹H: 500 MHz; ¹³C: 125 MHz). Espectros de massas com ionização por electrospray de alta resolução (ESI-HR-MS) foram obtidos em um Bruker-Daltronics UltraOTof em modo positivo e negativo utilizando H₂O/MeOH como solventes de infusão. Para CCD foram utilizadas sílica gel 60 e sílica gel 60 RP-18 (Merck). Para as colunas cromatográficas foram utilizadas sílica gel 60 (40-63 μm), sílica gel 60 (63-200 μm) e sílica gel 60 RP-18 (40-63 μm) da Merck. Em CCD, as substâncias foram evidenciadas pelo uso de radiação ultravioleta (UV) sob comprimentos de onda de 254 e 366 nm, pela impregnação das placas em cubas de vidro saturadas por vapores de iodo, anisaldeído e reagente de Dragendorff (para revelação de compostos nitrogenados).

Material vegetal

As cascas das Aspidosperma foram coletadas na Reserva Adolpho Ducke, no km 26 da rodovia Manaus-Itacoatiara a partir de espécimes previamente identificados no Projeto Flora da Reserva Ducke. Exsicatas número 180459 para A. desmanthum e 191853 para A. vargasii estão depositadas no herbário do Instituto Nacional de Pesquisa da Amazônia (INPA).

Extração e isolamento dos constituintes químicos

Aspidosperma vargasii A. DC.

O extrato alcaloídico de A. vargasii A. DC. foi obtido através de maceração contínua das serragens das cascas (1,30 kg) com solução EtOH/NH^-₄OH 1% à temperatura ambiente- em um frasco mariote, deixando-se repousar por 7 dias com agitação diária. A mistura foi filtrada e o procedimento repetido por quatro vezes consecutivas. As soluções obtidas foram reunidas e o solvente foi eliminado utilizando-se rotaevaporador. A mistura final foi submetida à liofilização, originando o extrato EtOH/NH₄OH 1% (56 g). O extrato alcaloídico foi dissolvido em 100 mL de AcOEt e, em seguida, acidulado com solução de HCl 0,1 N. A seguir, foi feito fracionamento para extração de alcaloides ajustando-se o pH da fração aquosa ácida em 8,0 com adição NH₄OH concentrada e extraindo-se com 100 mL de CHCl₃ por três vezes. Em seguida, a fração aquosa com pH 8,0 teve seu pH elevado a 10 por adição de NaHCO₃ e foi extraída com 100 mL de CHCl₃ por três vezes. Por último, o pH da fração aquosa foi ajustado em 12 com adição de solução de NaOH 0,1 N e foi extraída com 100 mL de CHCl₃ por três vezes. Os solventes foram eliminados das frações em um rotaevaporador. Ao final do procedimento, foram obtidas as frações AcOEt (1,06 g), clorofórmicas em pH 8 (8,03 g), 10 (2,8 g), 12 (0,46 g) e aquosa (3,45 g).

A fração clorofórmica pH 8 (7,0 g) de A. vargasii foi submetida à cromatografia em coluna de sílica gel 60 Merck (40-63 μm) eluindo-se com CHCl₃/MeOH em gradiente crescente de polaridade e resultando em 44 frações de 50 mL cada. Em seguida, as amostras obtidas foram analisadas em CCD e reunidas de acordo com sua similaridade em 3 grupos (G1-G3). A fração reunida G3 (3,99 g) foi fracionada em CC de sílica gel (40-63 μm), utilizando-se acetona/i-PrOH com 1% de Et₂NH com aumento de polaridade, obtendo-se 206 frações de aproximadamente 10 mL cada, as quais foram reunidas conforme a similaridade em 4 grupos (A1-A4). A fração A2 (93,0 mg) foi purificada por CCDP (sílica gel 60 PF₂₅₄) utilizando-se como eluente 100 mL da mistura CH₂Cl₂/MeOH (8:2) obtendo-se a elipticina (1, 68,3 mg, p.f. 311-13 ºC) em forma de cristais amarelos pontiagudos. A fração reunida G4 forneceu por CCDP (sílica gel 60 PF₂₅₄) a N-metiltetra-hidroelipticina (2, 55,3 mg, p.f. 218-223 ºC), um sólido amorfo amarelo, em eluição com 100 mL da mistura de CH₂Cl₂/MeOH com 1% de Et₂NH.

Aspidosperma desmanthum Benth ex. Mull

A serragem da casca do tronco (1,20 kg) foi submetida à extração, semelhante à descrita acima, e forneceu o extrato alcaloídico (35,98 g), e após extração ácido-base forneceu cinco frações: AcOEt (2,03 g), CHCl₃ pH 8 (1,45 g), CHCl₃ pH 10 (0,22 g), CHCl₃ pH 12 (0,40 g) e aquosa (4,37 g) A fração clorofórmica pH 8 (1,4 g) foi fracionada em coluna de sílica gel (40-63 μm) e eluída com mistura de solventes CH₂Cl₂/MeOH, obtendo-se 82 frações de 50 mL, que foram reunidas de acordo com suas similaridades em 7 grupos (M1-M7). A fração M4 foi re-fracionada em CC de sílica gel (40-63 μm), utilizando-se como eluente CH₂Cl₂/i-PrOH, obtendo-se 40 frações de aproximadamente 40 mL e foram reunidas em 4 grupos (S1-S4). A fração S4 forneceu a aspidocarpina (3, 68,5 mg, p.f. 311-13 ºC) um sólido cristalino branco.

Elipticina (1): cristais amarelos pontiagudos, p.f. 311-13 ºC (lit.: 315-17 ºC),⁹ RMN ¹H (500 MHz, CDCl₃:CD₃OD, 1:1): 3H-17 (δ^-_H 2,7 , s), 3H-21 (δ^-_H 3,2, s), 1H-10 (δ^-_H 7,2 , ddd=7,5;6,8;1,5), 2H-11 e 12 (δ^-_H 7,4 a 7,5, m), 1H-14 (δ^-_H 7,9 , d=7,0), 1H-9 (δ^-_H 8,3 , d =7,0), 1H-3 (δ^-_H 8,3 , d=7,0), 1H-18 (δ^-_H 9,5 , s). RMN ¹³C (125 MHz, CDCl₃:CD₃OD): C-18 (δ^-_c 148,3), C-13 (δ^-_c 143,1), C-2 (δ^-_c 141,9), C-3(δ^-_c 137,6), C-15 (δ^-_c 133,4), C-20 (δ^-_c 129,0), C-11 (δ^-_c 127,3, C-7 (δ^-_c 124,8, C-9 (δ^-_c123,8), C-8 (δ^-_c 123,6), C-19 (δ^-_c 122,2), C-10 (δ^-_c 119,5), C-14 (δ^-_c 116,9), C-12 (δ^-_c 110,7), C-16 (δ^-_c 108,4), C-21 (δ^-_c 14,1), C-17 (δ^-_c 11,2).

N-metiltetra-hidroelipticina 2: um sólido amorfo amarelo, p.f. 218-223 ºC (lit.: 215-225 ºC),¹⁰ RMN ¹H (500 MHz, CDCl₃:CD₃OD): 3H-17 (δ^-_H 2,4, s), 3H-4' (δ^-_H 2,6, s), 3H-21 (δ^-_H 2,7, s), 2H-3 (δ^-_H 2,8, t=6,5), 2H-14 (δ^-_H 3,0, t=6,5), 2H-18 (3,8 , s), 1H-10 (δ^-_H 7,1, t=7,8), 1H-11 (δ^-_H 7,3, t=7,8), 1H-12 (δ^-_H 7,4, d=7,8), 1H-9 (δ^-_H 8,2, d=7,8). RMN ¹³C (125 MHz, CDCl₃:CD₃OD): C-13 (δ^-_c 140,8), C-2 (δ^-_c 138,7), C-15 (δ^-_c 128,6), C-20 (δ^-_c 126,3), C-11 (δ_c 124,6), C-8 (δ_c 124,1), C-9 (δ^-_c 122,3), C-19 (δ^-_c 122,2), C-7 (δ^-_c 120,1), C-10 (δ^-_c 118,4), C-16 (δ_c 114,9), C-12 (δ^-_c 110,6), -18 (δ^-_c 56,5), C-3 (δ_c 52,5), C-4' (δ_c 45,4), C-14 (δ_c 27,3), C-21(δ_c 14,7), C-17 (δ_c 12,1).

Aspidoscarpina (3): sólido cristalino branco, p.f. 169-171 ºC (lit.: 166-169 ºC),¹¹ RMN ¹H (500 MHz, CDCl₃): 1H-18 (δ^-_H 0,6 , t=7,5), 1H-19 (δ_H 0,9 , dq=14;7), 1H-15' (δ_H 1,1 , dd=13,5;4,5), 1H-14' (1,1 , d=13,5), 1H-19' (δ^-_H 1,4 , dq=14;7), 4H-16;6';15;17 (δ^-_H 1,5-1,7 , m), 1H-17' (δ^-_H 1,7 , dd=13;3,5), 1H-16' (δ^-_H 1,8-1,9 , m), 3H- (δ_H 1,9 , m ), 1H-21 (δ_H 2,2 , s), 1H-5' (δ_H 2,3 , d=9), 1H-23 (δ^-_H 2,3 , s), 1H-3 (δ_H 3,0 , d=3,5), 1H-5 (δ^-_H 3,1 , ddd=9;9;2), 1H-11' (δ_H 3,8 , s), 1H-2 (δ_H 4,1 , dd=11;6), 1H-9 (δ^-_H 6,6 , d=8,0), 1H-10 (δ_H 6,7 , d=8), 1H-12' (δ^-_H 10,9 , s). RMN ¹³C (125 MHz, CDCl₃): δ 169,5, 149,6, 137,8, 133,3, 127,7, 112,6, 110,3, 70,9, 70,5, 53,9, 53,7, 52,7, 52,4, 39,6, 35,7, 34,3, 30,3, 25,4, 23,2, 22,9, 21,8, 7,0.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Na Amazônia muitas espécies de Aspidosperma são utilizadas pelas populações indígena e cabocla por suas propriedades medicinais. A infusão da casca de algumas espécies, como A. nitidum e A. album, A. discolor, A. excelsum e A. polineuron, é utilizada no tratamento de malária.^12,13 A A. nitidum é utilizada no tratamento do útero, ovário, câncer, diabetes, estômago e como anticonceptivo.¹⁴ Extrato alcaloídico das cascas de A. ramiflorum demonstrou eficácia no tratamento de leishmaniose¹⁵ e foi demonstrada atividade antimalárica em extratos polares das cascas de A. megalocarpon.¹⁶ A presença de alcaloides indólicos nas duas espécies em estudo já era esperada, uma vez que as espécies de Aspidosperma são caracterizadas pela ocorrência frequente de substâncias alcaloídicas, tornando-se bons marcadores quimiotaxonômicos para classificação dessas espécies.¹⁷ O fracionamento cromatográfico das frações enriquecidas em alcaloides (teste positivo com solução de Dragendorff) dos extratos etanólicos em amônia das cascas de A. desmanthum e A. vargasii resultaram nos isolamentos e posteriores identificações dos alcaloides elipticina (1) e N-metiltetra-hidroelipticina 2 de A. vargasii e aspidoscarpina (3) de A. desmanthum.

A elipticina foi identificada pela análise dos espectros de RMN de ¹H e ¹³C. Analisando o espectro de RMN de ¹H de 1 mostrou em δ 7,2 a 9,5 os seguintes sinais para o núcleo piperidínico: um singleto em δ 9,5 atribuído ao H-18, um dubleto (J 7,0 Hz) em δ 7,9 referente ao H-14, um dubleto (J 7,0 Hz) em δ 8,3 e atribuído ao H-3 e, para o núcleo indólico, um dubleto (J 7,0 Hz) para H-9, um multipleto em δ 7,5 com integração equivalente a dois hidrogênios foi atribuído a H-11 e H-12, e um duplo duplo dubleto centralizado em δ 7,2 que foi atribuído a H -10 (J 7,5; 6,8; 1,5 Hz).

As duas metilas de 1 foram evidenciadas por singletos em δ_H 2,7 e 3,2 e sua localização no esqueleto indoloisoquinolínico, bem como a atribuição desses sinais, foram realizadas baseando-se no espectro de HMBC (Figura 2). Nesse último, as interações a três ligações entre os hidrogênios metílicos com δ_H 3,2 (H-21) e os carbonos com δ_c 122,2 (C-19) e δ_c 124,8 (C-7) e entre os hidrogênios metílicos com δ_H 2,7 (H-17) e os carbonos com δ_c 133,4 (C-15) e δ_c 141,9 (C-2) permitiram atribuição inequívoca dos sinais das metilas. Também, através das correlações no espectro de NOESY, foram evidenciadas interações através do espaço (Figura 2) entre H-21 e os hidrogênios com δ_H 8,3 (H-9) e 9,5 (H-18) e entre H-17 e o hidrogênio com δ_H 7,9 (H-14). O espectro de ESI-HR-MS possibilitou a determinação da fórmula molecular do alcaloide 1 em C₁₇H₁₄N₂. Os dados espectrais de 1 foram também comparados com a literatura,⁹ permitindo identificá-lo como elipticina (1). A elipticina também foi isolada de outras espécies, como A. williamsii,⁴A. dasycarpon, A. ulei,¹⁷A. subincanum,¹⁸A. gilbertii¹⁹ e Ochrosia elliptica labill.²⁰ Nas últimas décadas tem recebido uma grande atenção, devido sua propriedade antitumoral.²¹ Há relatos na literatura de um grande número de trabalhos com síntese de elipticina e seus análogos.^22,23

O espectro de IV de 2 exibiu banda de absorção em ν_máx 3240 cm^-1, referente à deformação axial de N-H, em ν_máx 2918 e 2847 cm^-1, referentes à presença de deformações axiais C-H, sugerindo a presença de grupos metilas. O espectro de RMN de ¹H de 2 apresentou sinais de hidrogênios do anel piperidínico em δ 2,8 (H-3, t, 6,5 Hz), δ 3,0 (H-14, t, 6,5 Hz), δ 3,8 (H-18, s) e singletos em δ_H 2,4, 2,6 e 2,7 referentes aos hidrogênios metílicos H-17, H-4' e H-21, respectivamente. O espectro de HMBC revelou interações em três ligações (Figura 3) através de correlações entre os sinais em δ 2,7 (H-21) e os sinais de C-19 (δ 122,2) e C-7 (δ 120,0), entre os sinais em δ 2,4 (H-17) e os de C-2 (δ 138,7) e C-15 (δ 128,6), e entre o sinal em δ 2,6 (H-4') e os de C-18 (δ 56,5) e C-3 (δ 52,5), o que tornou possível estabelecer as posições das metilas nos anéis piperidínico e no núcleo 1,4 dimetilbenzeno. O espectro de NOESY também ajudou na confirmação dessas posições das metilas, podendo-se destacar interações entre H-21 e H-9 e H-18, entre H-14 e H-3 e H-17, e entre H-4' e H-3 e H-18 (Figura 3). O espectro de ESI-HR-MS permitiu a determinação da formula molecular de C₁₈H₂₀N₂ para 2. Os dados espectrais foram comparados com a literatura¹⁰ e possibilitou a identificação desse alcaloide como a N-metiltetra-hidroelipticina 2.

O espectro de IV de 3 exibiu bandas de absorção em ν_máx 1580 e 1463 cm^-1 , referentes a deformações axiais das ligações C=C do anel aromático. A banda de absorção em 753 cm^-1 também evidencia a natureza aromática da substância. Bandas de absorção em 1631 cm^-1, característica de deformação axial C=O de ligação de hidrogênio interna na carbonila amídica e em 2936 cm^-1, referente à deformação axial de C-H de grupos metilas.

O espectro de RMN de ¹H apresentou sinais na região de hidrogênios aromáticos em δ_H 6,6 (H-9, d, 8 Hz) e em 6,7 (H-10, d, 8 Hz), além de sinal em δ_H 10,95, consistente com a presença de uma hidroxila. O sinal em δ_H 3,8 com integração para três hidrogênios foi atribuído ao grupo metoxila e esse sinal correlaciona-se ao carbono metílico C-11'em δ 53,7. Também, a presença de oito carbonos metilênicos em δ 53,9 (C-3), 52,7(C-5), 39,6 (C-6), 23,2 (C-14), 34,3 (C-15), 25,4 (C-16), 21,8(C-17) e 30,3 (C-19) foi revelada pela análise do espectro de DEPT 135. Pela análise do espectro de COSY (Figura 4 e Figura 3S, material suplementar) destacaram-se as seguintes correlações ³J: H-14' (δ 1,14) com H-3 e H-15 (δ 1,9-2,1 e 1,5-1,7, respectivamente), H-5' (δ 2,3) com H-6' (δ 1,5-1,7), H-2 (δ 4,1) com H-16 e H-16' (δ 1,5-1,7 e 1,8-1,9, respectivamente) e H-17 (δ 1,5-1,7) com H-16' (δ 1,8-1,9). Observou-se em δ 2,23 um singleto referente ao H-21. Também, através das correlações no espectro de NOESY (Figura 4S, material suplementar), foram evidenciadas interações através do espaço entre H-21 e H-15 (δ_H 1,5-1,7), H-5 (δ_H 3,1), H-3 (δ_H 3,0) e H-9 (δ_H 6,6). O espectro de ESI-HR-MS possibilitou a determinação da fórmula molecular do alcaloide 3 em C₂₂H₃₀N₂O₃ . A estrutura do alcaloide 3 foi estabelecida com base nos dados dos espectros de RMN de ¹H e de ¹³C (Figuras 1S e 2S, material suplementar), massas, bem como através de comparação com valores dos seus deslocamentos químicos na literatura²⁴ e possibilitou a identificação do alcaloide 3 como aspidoscarpina, a qual foi isolada também das cascas de A. marcgravianum,²⁵A. limae,²⁶A. formasanum.²⁷ A aspidoscarpina (3) mostrou-se bastante ativa in vitro frente à linhagem K1 de Plasmodium falciparum.⁵

CONCLUSÃO

Os extratos alcaloídicos de A. vargasii e A. desmanthum mostraram-se ser uma fonte promissora de alcaloides indólicos, dos quais foram isolados elipticina, N-metiltetra-hidroelipticina e aspidoscarpina. A continuação dos estudos dessas espécies torna-se necessária, devido essa classe de alcaloides possuir um espectro de atividades biológicas comprovadas. Testes para atividade antimalárica realizados com os alcaloides elipticina (1) e aspidoscarpina (3) confirmaram atividade em P. falciparum.⁵ Os resultados obtidos neste estudo confirmam a importância da investigação química e biológica das espécies de Aspidosperma na busca de novos agentes biologicamente ativos.

MATERIAL SUPLEMENTAR

No material suplementar, disponível gratuitamente em http://quimicanova.sbq.org.br, na forma de PDF, estão apresentados os espectros de RMN de ¹H (Figura 1S) e de ¹³C (Figura 2S), COSY (Figura 3S) e Noesy (Figura 4S) do alcaloide aspidoscarpina (3) utilizados na sua identificação estrutural.

AGRADECIMENTOS

Ao CNPq (PNOPG 520.354/99-0, 550.260/01-3; PPBIO/MCT 480.002/04-5; PPG-7 557.106/05-2) e PROBEM (Contrato Bioamazonia-BASA-FEPAD) pelos financiamentos recebidos. Ao J. C. Tomaz, Dr. C. Carollo e Prof. N. Lopes (FCFRP/USP) pelas análises de HR-ESI-MS. Ao Dr. M. Yoshida, L. C. Oliveira e L. C. Roque do CBA (Manaus-AM) pelos espectros de RMN. Ao Prof. V. F. Veiga Jr. pela leitura crítica desse manuscrito.

REFERÊNCIAS

1. Endress, M. E.; Bruyns, P. V.; The Botanical Review 2000, 66, 1; Pereira, M. M.; Jácome, R. L. R. P.; Alcântara, A. F. de C.; Alves, R. B.; Raslan, D. S.; Quim. Nova 2007, 30, 970.

2. Marcondes-Ferreira, W.; Kinoshita, L. S.; Rev. Bras. Bot. 1996, 19, 203.

3. Bolzani, W. S.; Serur, L. M.; Matos, F. J. A.; Gottlieb, O. R.; Biochem. Syst. Ecol. 1987, 15, 187.

4. Sakamoto-Hojo, E. T.; Takahashi, C. S.; Ferrari, I.; Motidome, M.; Mutat. Res. 1988, 1, 11.

5. Mitaine, A. C.; Weniger, B.; Sauvain, M.; Lucumi, E.; Aragón, R.; Zèches-Hanrot, M.; Planta Med. 1998, 64, 487; Andrade Neto, V. F.; Pohlit, A. M.; Pinto, A. C. S.; Silva, E. C. C.; Nogueira, K. L.; Melo, M. R. S.; Henrique, M. C.; Amorim, R. C. N.; Silva, L. F. R.; Costa, M. R. F.; Nunomura, R. C. S.; Nunomura, S. M.; Alecrim, W. D.; Alecrim, M. G. C.; Mem. Inst. Oswaldo Cruz 2007, 102, 359.

6. Verpoorte, R.; Kos-Kuyck, E.; Tjin A Tsoi, A.; Ruigrok, C.L.M.; de Jong, G.; Svendsen, A. B.; J. Med. Plant. Res. 1983, 48, 289.

7. Verpoorte, R.; Ruigrok, C. L. M.; Svendsen, A. B.; J. Med. Plant. Res. 1982a, 46, 149.

8. Pedersen, J. M.; Bowman, W. R.; Elsegood, M. R. J.; Fletcher, A. J.; Lovell, P. J.; J. Org. Chem. 2005, 70, 10615.

9. Ishikura, M.; Hino, A.; Yaginuma, T.; Agata, I.; Katagiri, O.; Tetrahedron 2000, 56, 193; Ahond, A.; Popat, C.; Potier, P.; Tetrahedron 1978, 34, 2385.

10. Burnell, R. H.; Casa, D. D.; Can. J. Chem. 1967, 45, 89; Azoug, M.; Loukaci, A.; Richard, B.; Nuzillard, J.-M.; Zeches-Hanrot, M.; Le Men-Olivier, L.; Moreti, C.; Phytochemistry 1995, 39, 1223.

11. Gilbert, B.; Duarte, A. P.; Nakagawa, Y.; Joule, J. A.; Flores, S. E.; Briolesse, J. A.; Campello, J.; Carrazzoni, E. P.; Owellen, R. J.; Blossey, E. C.; Brown Jr., K. S. E.; Djerassi, C.; Tetrahedron 1965, 21, 1441; Mclean, S.; Palmer, K.; Marion, L.; Can. J. Chem. 1960, 38, 1547.

12. Oliveira, F. Q.; Junqueira, R. G.; Stehmann, J. R.; Brandão, M. G. L.; Rev.Bras. Plant. Med. 2003, 5, 23.

13. Bourdy, G.; Oporto, P.; Gimenez, A.; Deharo, E.; J. Ethnopharmacol. 2004, 93, 269.

14. Ribeiro, J. E. L. S.; Hopkins, M. J. G; Vicentini, A.; Sothers, C. A.; Costa, G.; Assunção, P. A. C. L.; Pereira, E. C.; Mesquita, M. R.; Procópio, L. C.; Flora da Reserva Ducke: Guia de Identificação das Plantas Vasculares de uma Floresta de Terra-Firme na Amazônia Central, INPA: Manaus, 1999.

15. Ferreira, I. C. P.; Lonardoni, M. V. C.; Machado, G. M. C.; Leon, L. L.;Gobbi-Filho, L.; Pinto, L. H. B.; Oliveira, A. J. B.; Mem. Inst. Oswaldo Cruz 2004, 99, 325.

16. Mitaine, A. C.; Weniger, B.; Sauvain, M.; Lucumi, E.; Aragón, ???; Zèches-Hanrot, M.; Planta Med. 1998, 65, 487.

17. Pereira, M. M.; Jácome, R. L. R. P.; Alcântara, A. F.de C.; Alves, R. B.; Raslan, D. S.; Quim. Nova 2007, 30, 970.

18. Büchi, G.; Warnhoff, E. W.; J. Am. Chem. Soc. 1959, 81, 4434.

19. Duarte, A. P.; Miranda, E. C.; An. Acad. Bras. Cienc. 1983, 55, 189.

20. Kuroda, M.; Mimaki, Y.; Kawase, N.; Yokosura, A.; Sashida, Y.; Kagiya, A.; Natural Medicines 1999, 53, 272.

21. Paoletti, C.; Lesca, C.; Cros, S.; Malvy, C.; Auclair, C.; Biochem. Pharmacol. 1979, 28, 345.

22. Zhang, Q.; Shi, C.; Zhang, H. R.; Wang, K. K.; J. Org. Chem. 2000, 65, 7977.

23. Bergman, J.; Pelcman, B.; Tetrahedron 1988, 44, 5215.

24. Mclean, S.; Reynolds, W. F.; Zhu, X.; Can. J. Chem. 1987, 65, 200.

25. Arndt, R. R.; Brown, S. H.; Ling, N. C.; Roller, P.; Djerassi, C.; Ferreira-Filho, J. M.; Gilbert, B.; Miranda, E. C.; Flores, S. E.; Duarte, A. P.; Carrazzoni, E. P.; Phytochemistry 1967, 6, 1653.

26. Pinar, M.; Bycroft, B. W.; Seibl, J.; Schmid, H.; Helv. Chim. Acta 1965, 48, 822.

27. M. Garcia, R. F.; Brown, K. S.; Phytochemistry 1976, 15, 1093.

Recebido em 21/1/09; aceito em 28/7/09; publicado na web em 21/1/10

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  12 Mar 2010
• Data do Fascículo
  2010

Histórico

• Recebido
  21 Jan 2009
• Aceito
  28 Jul 2009