Resumos
Estafilococos coagulase negativa estão frequentemente associados às infecções nosocomiais e os profissionais da saúde podem ser reservatório e dissemina-los no hospital e comunidade. O objetivo desse estudo foi identificar espécies de estafilococos coagulase negativa isolados da saliva de profissionais da enfermagem, determinar o perfil de resistência e detectar o gene mecA. Foram selecionados 100 estafilococos coagulase negativa, sendo 41 identificados como Staphylococcus epidermidis, 25 Staphylococcus saprophyticus, 18 Staphylococcus haemolyticus, 8 Staphylococcus cohnii, 4 Staphylococcus lugdunenses, 3 Staphylococcus capitis, e 1 Staphylococcus Simulans. Desses, 32% apresentaram resistência à oxacilina, 84,4% à mupirocina, 32% à cefoxitina, e todos sensíveis a vancomicina. Dos estafilococos coagulase negativa resistentes à oxacilina, 93,7% desenvolveram-se no agar oxacilina (6µg/ml) e o gene mecA foi detectado em 75%. Os resultados sinalizam que maiores investimentos devem ser direcionados a identificação das espécies de estafilococos coagulase negativa nas instituições de saúde e na comunidade.
Estafilococos coagulase negativa; Equipe de Enfermagem; Saliva; Resistência; Gene mecA
Coagulase-negative staphylococci are frequently associated with nosocomial infections, and healthcare professionals can be reservoirs and spread them in hospitals and in the community. The aim of this study was to identify species of coagulase-negative staphylococci isolated from the saliva of nursing professionals, determine the resistance profile and detect the mecA gene. One hundred coagulase-negative staphylococci were selected: 41 were identified as Staphylococcus epidermidis, 25 as Staphylococcus saprophyticus, 18 as Staphylococcus haemolyticus, eight as Staphylococcus cohnii, four as Staphylococcus lugdunenses, three as Staphylococcus capitis and one as Staphylococcus simulans. Of these, 32% presented oxacillin resistance, 84.4% mupirocin resistance and 32% cefoxitin resistance, and all were vancomycin sensitive. Among the oxacillin-resistant coagulase-negative staphylococci, 93.7% developed in oxacillin agar (6µg/ml) and the mecA gene was detected in 75%. The results indicate that higher investments should be directed towards identifying coagulase-negative staphylococcus species in healthcare institutions and in the community.
Coagulase-negative staphylococci; Nursing team; Saliva; Resistance; mecA gene
ARTIGO ARTICLE
Detecção do gene mecA em estafilococos coagulase negativa resistentes à oxacilina isolados da saliva de profissionais da enfermagem
Detection of mecA gene in oxacillin-resistant coagulase-negative staphylococci isolated from the saliva of nursing professionals
Juliana de Oliveira RosaI; Josely Pinto de MouraII; Marinésia Aparecida Prado PalosIII; Elucir GirIV; Cleômenes ReisI; André KipnisI; Sílvia Rita Marin da Silva CaniniIV; Fernando Belissimo-RodriguesV; Fabiana Cristina PimentaI
IInstituto de Patologia Tropical e Saúde Pública, Universidade Federal de Goiás, Goiânia, GO
IIPrograma Interunidades de Doutoramento em Enfermagem da Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, São Paulo, SP
IIIFaculdade de Enfermagem Universidade Federal de Goiás, Goiânia, GO
IVEscola de Enfermagem de Ribeirão Preto Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, SP
VMédico Infectologista. Vice-presidente da Comissão de Controle de Infecção hospitalar do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, SP
Endereço para correspondência Endereço para correspondência: Dra. Juliana de Oliveira Rosa Instituto de Patologia Tropical e Saúde Pública/UFG Rua 235 s/nº, Setor Universitário Goiânia, GO Tel: 55 62 3209-6108 e-mail: gzy7@cdc.gov
RESUMO
Estafilococos coagulase negativa estão frequentemente associados às infecções nosocomiais e os profissionais da saúde podem ser reservatório e dissemina-los no hospital e comunidade. O objetivo desse estudo foi identificar espécies de estafilococos coagulase negativa isolados da saliva de profissionais da enfermagem, determinar o perfil de resistência e detectar o gene mecA. Foram selecionados 100 estafilococos coagulase negativa, sendo 41 identificados como Staphylococcus epidermidis, 25 Staphylococcus saprophyticus, 18 Staphylococcus haemolyticus, 8 Staphylococcus cohnii, 4 Staphylococcus lugdunenses, 3 Staphylococcus capitis, e 1 Staphylococcus Simulans. Desses, 32% apresentaram resistência à oxacilina, 84,4% à mupirocina, 32% à cefoxitina, e todos sensíveis a vancomicina. Dos estafilococos coagulase negativa resistentes à oxacilina, 93,7% desenvolveram-se no agar oxacilina (6µg/ml) e o gene mecA foi detectado em 75%. Os resultados sinalizam que maiores investimentos devem ser direcionados a identificação das espécies de estafilococos coagulase negativa nas instituições de saúde e na comunidade.
Palavras-chaves: Estafilococos coagulase negativa. Equipe de Enfermagem. Saliva. Resistência. Gene mecA.
ABSTRACT
Coagulase-negative staphylococci are frequently associated with nosocomial infections, and healthcare professionals can be reservoirs and spread them in hospitals and in the community. The aim of this study was to identify species of coagulase-negative staphylococci isolated from the saliva of nursing professionals, determine the resistance profile and detect the mecA gene. One hundred coagulase-negative staphylococci were selected: 41 were identified as Staphylococcus epidermidis, 25 as Staphylococcus saprophyticus, 18 as Staphylococcus haemolyticus, eight as Staphylococcus cohnii, four as Staphylococcus lugdunenses, three as Staphylococcus capitis and one as Staphylococcus simulans. Of these, 32% presented oxacillin resistance, 84.4% mupirocin resistance and 32% cefoxitin resistance, and all were vancomycin sensitive. Among the oxacillin-resistant coagulase-negative staphylococci, 93.7% developed in oxacillin agar (6µg/ml) and the mecA gene was detected in 75%. The results indicate that higher investments should be directed towards identifying coagulase-negative staphylococcus species in healthcare institutions and in the community.
Key-words: Coagulase-negative staphylococci. Nursing team. Saliva. Resistance. mecA gene.
Os indivíduos são colonizados desde o nascimento, em diversos sítios anatômicos, por estafilococos coagulase negativa (ECN). Estes microrganismos podem se apresentar como bactérias oportunistas emergentes, especialmente em pacientes hospitalizados, imunocomprometidos, prematuros e com dispositivos implantados16 26. Podem causar infecção no sítio primário de colonização ou disseminarem causando infecções hospitalares graves como bacteremias, spticemias e sepsis neonatal18 25 38.
A similaridade dos ECN isolados do sangue e de cateter de clientes hospitalizados, com os recuperados do mesmo paciente em mucosas de orofaringe, orelha, nariz, axila, braço e perna tem sido relatada17 25. Estudo que avaliou pacientes submetidos ao transplante de células tronco hematopoéticas, com quadro clínico de bacteremias, constatou similaridade dos ECN isolados do sangue com os recuperados da orofaringe4. Os ECN apresentam uma importante habilidade de formar biofilmes e podem estar associados a dispositivos no ambiente hospitalar36 37 41.
Outro fator relevante em relação aos ECN é a sua capacidade de apresentar resistência a vários antimicrobianos, principalmente aos utilizados no ambiente hospitalar, aumentando assim o risco de falha terapêutica10 14 17 29 33.
A resistência dos ECN à vancomicina apesar de pouco freqüente, já é realidade no Brasil, conforme constatado em estudo39 que detectou 4 ECN (2 Staphylococcus capitis, um Staphylococcus haemolyticus e um Staphylococcus epidermidis) resistentes a esse antibiótico em isolados de profissionais da saúde. Casos de infecções causadas por Staphylococcus sp resistentes à vancomicina também têm sido descritos33.
A prevalência de ECN oxacilina resistente é elevada na maior parte dos hospitais no Brasil e no mundo e a identificação das espécies desse grupo é de extrema importância, pois a interpretação dos halos de inibição da oxacilina para Staphylococcus epidermidis é diferente das outras espécies. Um fator a ser considerado é que resultados discrepantes entre oxacilina e cefoxitina podem ser encontrados quando os ECN são avaliados pelo teste de disco difusão14.
Com relação às medidas de controle dos microrganismos resistentes, entre eles os ECN, a literatura faz referência à vigilância microbiológica prospectiva para identificar pacientes colonizados. Medidas como o isolamento dos clientes colonizados ou infectados, afastamento temporário do profissional colonizado de suas atividades, a adesão às precauções-padrão, higienização das mãos, limpeza cuidadosa do ambiente, controle da prescrição dos antimicrobianos de amplo espectro e tratamento dos pacientes colonizados e dos profissionais de saúde envolvidos nesses episódios devem ser implementadas10 27 36. A colonização e transmissão de ECN resistentes relacionadas ao profissional de saúde deve ser investigada17 39.
ECN estão associados a diversas infecções, o que requer o estabelecimento de estratégias de controle e prevenção11. Desta forma, este estudo teve como objetivo identificar as espécies de ECN isolados da saliva de profissionais da enfermagem, determinar o perfil de resistência à oxacilina e detectar o gene mecA nos isolados resistentes.
MATERIAL E MÉTODOS
Estafilococos coagulase negativa. Foram selecionados 100 ECN isolados da saliva de profissionais da enfermagem, que participaram de um estudo maior, participantes de um programa interinstitucional de vigilância de estafilococos resistentes à oxacilina, de um estudo transversal realizado nas unidades de terapia intensiva, clínica médica, clínica cirúrgica e gineco-obstétrica de um hospital escolas de nível terciário do interior do estado de São Paulo. O projeto foi aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa do Hospital de Clínicas da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo.
Foram incluídos todos os profissionais que aquiesceram participar do estudo mediante a assinatura do Termo de Consentimento Livre e Esclarecido e que estavam em exercício profissional ativo, no hospital, durante o período do estudo e que não estavam em uso de antimicrobiano ou não os tinham utilizado nos últimos 30 dias. As coletas de saliva ocorreram no período de maio de 2007 a maio de 2008, de cada profissional foram coletadas 3 amostras com intervalo médio de três meses.
Isolamento e identificação. A saliva foi homogenizada por um minuto, submetida à diluição decimal em solução salina (0,8%) e semeada, em meio de cultura seletivo, agar manitol salgado42. O período de incubação foi de 24 a 48 horas a 37ºC. A identificação dos estafilococos coagulase negativa foi baseada em provas bioquímicas (catalase, coagulase em tubo e lâmina, DNAse, lecitinase, urease, acetoína, fermentação de carboidratos - frutose, manose, maltose, trealose, manitol, xilose, lactose e sacarose, suscetibilidade à bacitracina, novobiocina e polimixina e descarboxilação da ornitina)23 24. O controle de qualidade foi realizado com cepas ATCC de Staphylococcus aureus 25923 e 29213 Staphylococcus epidermidis 12228, Staphylococcus haemolyticus 29970 e Staphylococcus saprophyticus 15305. A produção de lecitinase pelos ECN foi verificada pela inoculação em agar contendo gema de ovo agar Naito20 26.
Teste de suscetibilidade. Os estafilococos coagulase negativa identificados foram submetidos ao teste de disco-difusão, segundo protocolo CLSI/M2-A9 (2005)9. Foram utilizados discos de vancomicina, cefoxitina, oxacilina e mupirocina (Oxoid, Basingstoke, Inglaterra).
Agar Mueller Hinton suplementado com 4% de cloreto de sódio e oxacilina (6µg/ml) foi utilizado como triagem para confirmar a resistência à oxacilina. O desenvolvimento de até mesmo uma colônia foi considerada prova positiva.
Detecção do gene mecA. Os ECN que apresentaram resistência à oxacilina e se desenvolveram no agar triagem oxacilina, foram cultivados em 3mL de caldo tríplice soja por 24 horas a 37ºC para a extração do DNA segundo Murakami cols (1991).
O gene mecA foi detectado pela técnida da polymerase chain reation (PCR), utilizando os primers mecA F5'-TGGCTATCGTGTCACAATCG-3' e mecA R5'-CTGGAACTTGTTGAGCAGAG-3' de acordo com Murakami cols31. Os ciclos da reação foram: 1 ciclo de 94ºC por 3 minutos; 35 ciclos de 92ºC por 45 segundos; 50ºC por 1 minuto; 72ºC por 1 minuto; e 1 ciclo a 72ºC por 4 minutos. Os produtos da PCR foram submetidos à eletroforose em gel de agarose 1,5% contendo brometo de etídio; foi utilizado marcador de massa molecular de 1Kb. A presença de fragmentos de 533pb resultantes dos produtos de amplificação foram visualizados em transiluminador e fotografados.
RESULTADOS
Os ECN isolados da saliva de profissionais de enfermagem foram identificados nas seguintes espécies: 41 (41%) Staphylococcus epidermidis, 25 (25%) Staphylococcus saprophyticus, 18 (18%) Staphylococcus haemolyticus, 8 (8%) Staphylococcus cohnii, 4 (4%) Staphylococcus lugdunenses, 3 (3%) Staphylococcus capitis e 1 (1%) Staphylococcus simulans (Tabelas 1, 2 e 3).
Os resultados dos testes de suscetibilidade evidenciaram que 32 (32%) dos ECN isolados exibiram resistência à oxacilina, 84% à mupirocina, 43,7% à cefoxitina, e todos os isolados exibiram suscetibilidade à vancomicina (Tabelas 2 e 3). Dos 100 isolados de ECN, 16% eram produtores de lecitinase, dentre eles 15,6% eram oxacilina resistentes.
Dos 32 ECN detectados pelo teste de disco difusão como resistentes à oxacilina, foram cultivados em agar triagem oxacilina (6µg) suplementado com cloreto de sódio a 4% e também submetidos à detecção do gene mecA. Desses, 93,7% desenvolveram-se no agar triagem oxacilina e o gene mecA foi detectado em 24 (75%). Ressalta-se que dentre os 20 Staphylococcus epidermidis, 15 (62,5%) apresentaram o gene mecA (Tabela 2).
DISCUSSÃO
No presente estudo, os ECN foram identificados como Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus haemolyticus, Staphylococcus cohnii, Staphylococcus lugdunenses, Staphylococcus capitis e Staphylococcus simulans. A maioria das instituições de saúde não identifica as espécies de ECN de rotina, dada a necessidade de execução de inúmeros testes bioquímicos, o que se constitui num trabalho relativamente laborioso e de custo elevado.
Rotineiramente, a identificação dos estafilococos é baseada apenas nos aspectos morfológicos das colônias, coloração de Gram, catalase e produção de coagulase, o que permite apenas classificar esses estafilococos em coagulase negativa ou em Staphylococcus aureus12. No presente estudo, foi utilizado um esquema de 18 provas bioquímicas para determinar as espécies dos 100 ECN selecionados, o que permitiu a caracterização das espécies. Ressalta-se que a identificação das espécies é determinante para a escolha da terapêutica adequada, uma vez que existem variações na interpretação de halos no antibiograma de acordo com a espécie de ECN23.
A identificação dos ECN é de grande importância para a associação dessas espécies com casos de infecções específicas, tendo em vista que além dos Staphylococcus epidermidis e Staphylococcus saprophyticus, outras espécies de estafilococos têm apresentado virulência e resistência intrínseca a diferentes antimicrobianos, como o Staphylococcus haemolyticus, Staphylococcus lugdunensis e o Staphylococcus schleiferi2.
Vale destacar que o Staphylococcus epidermidis foi a espécie mais prevalente (41%) na saliva dos profissionais investigados, o que está de acordo com a literatura, pois esta é a espécie de ECN detectada com maior freqüência em espécimes coletadas dos casos de infecções em humanos, em particular naquelas associadas com cateteres intravasculares. Além de ser o principal agente causador de bacteremia, endocardite de válvula protética, infecção relacionada à diálise peritoneal e ferida cirúrgica, no ambiente hospitalar16 19 34.
Entretanto, as espécies de Staphylococcus saprophyticus e Staphylococcus haemolyticus também foram identificadas com frequência na saliva desses profissionais, sendo 25% e 18%, respectivamente. O Staphylococcus haemolyticus representa a segunda espécie mais frequente em infecções relacionadas a cateter, septicemia e endocardites, enquanto que o Staphylococcus saprophyticus apresenta-se como importante agente causador de infecção do trato urinário em mulheres jovens16. As infecções causadas por Staphylococcus lugdunensis são pouco freqüentes em humanos, não obstante, quando ocorrem são graves e de progressão fulminante. Esse microrganismo tem sido associado a casos de endocardite de válvula nativa, a qual é caracterizada por uma fraca resposta aos tratamentos antimicrobianos convencionais, com importante destruição valvular, formação de abscesso miocardial, altas taxas de embolia periférica e aumento na mortalidade, incluindo os casos com tratamento cirúrgico3 28.
Dos 100 ECN identificados, 32% apresentaram resistência à oxacilina nos testes de difusão em disco, 84,4% à mupirocina e 43,7% à cefoxitina, porém, todos os isolados apresentaram suscetibilidade à vancomicina. A resistência elevada dos ECN à mupirocina tem sido evidenciada, provavelmente devido ao uso dessa substância para a descolonização de indivíduos portadores de Staphylococcus aureus oxacilina resistentes9 10 19. Esse resultado sinaliza para, a importância de se repensar as políticas de controle de microrganismos multirresistentes nos serviços de saúde.
Salienta-se ainda que, dos 32% ECN com resistência a oxacilina, detectada pelo teste de difusão de disco, 93,7% desenvolveram no agar com oxacilina, confirmando o perfil de resistência desses isolados. Estudo12 realizado com recém-nascidos, evidenciou que 50% dos ECN isolados eram resistentes à oxacilina. Investigação que avaliou Staphylococcus aureus e ECN isolados da mucosa nasal de estudantes de medicina revelou que 23,5% dos ECN foram resistentes à oxacilina, enquanto todos os Staphylococcus aureus foram sensíveis a esse antibiótico, ressaltando que os ECN podem funcionar como um reservatório de resistência em seus portadores17.
Outro ponto relevante diz respeito à capacidade desses microrganismos em sintetizar a enzima lecitinase, capaz de degradar a bainha de mielina, sendo esse mecanismo, um fator de virulência de grande importância para os estafilococos, tanto para os Staphylococcus aureus, como para os ECN20. Nesse estudo, foram identificados 16% de ECN produtores de lecitinase, dentre eles 15,6% eram oxacilina resistentes, sinalizando o potencial de virulência desses ECN nos indivíduos colonizados.
O gene mecA codifica a proteína alterada denominada PBP 2a da parede bacteriana, presente nos isolados de estafilococos oxacilina resistentes. Com relação à detecção desse gene em estafilococos, a maioria dos estudos enfoca os Staphylococcus aureus, cuja freqüência de detecção tem variado de 14% a 35,5%1 7 13 22. Apesar das investigações sobre a presença do gene mecA em isolados de ECN resistentes à oxacilina serem escassas, destaca-se que o percentual de resistência à oxacilina tem variado de 68,2% a 71%15 34. No presente estudo, em 75% do ECN oxacilina resistentes detectou-se o gene mecA dos isolados da saliva de profissionais de enfermagem.
Os ECN estão entre os principais microrganismos emergentes, nosocomiais e com resistência a vários antimicrobianos, sendo que os ECN multirresistentes são comuns em pacientes hospitalizados. A emergência deste microrganismo tem limitado o arsenal terapêutico o que contribui para um risco aumentado de fracasso no tratamento17 29 32.
Vale ressaltar que este estudo é pioneiro no que se refere à presença do gene mecA em ECN isolados da saliva de profissionais da saúde saudáveis. Estes achados sinalizam que maiores investimentos devem ser direcionados a identificação das espécies de ECN tanto nas instituições de saúde quanto na comunidade, bem como o perfil de resistência desse grupo de microrganismos, uma vez que os profissionais de saúde podem se constituir num importante reservatório desses estafilococos resistentes.
REFERÊNCIAS
1. Andrews WW, Schelonka R, Waites K, Stamm A, Cliver SP, Moser. Genital tract methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Risk of vertical tansmission in pregant women. Obstetrics & Gynecology 111:113-118, 2008.
2. Arché GL. Staphylococcus epidermidis and other coagulase-negative staphylococci. In: Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds) Mandell, Douglas, Bennett's, Principles and practice of infectious diseases, New York, p.1777-1784, 1995
3. Anguera L, Diekema DJ, Doern GV. Staphylococcus lugdunensis infective endocarditis: description of 10 cases and analysis of native valve, prosthetic valve, and pacemaker tead endocarditis clinical profiles. Heart 91:1-7, 2005.
4. Boisson K, Thouverez M, Talon D, Bertrand X. Characterisation of coagulase-negative staphylococci isolated from blood infections: incidence, susceptibility to glycopeptides, and molecular epidemiology. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases 21:660-665, 2002.
5. Boyce JM. MRSA patients: proven methods to treat colonization and infection. Journal Hospital Infection 48:9-14, 2001.
6. Centers for disease control and prevention. Guideline for Hand Higiene in Health-Care Settings. Morbidity Mortality Weekly Report 51: 16-25, 2002b. Disponível em: htt://www.cdc.gov. Acesso em: 22 jun. 2007.
7. Chen TK, Huard RC, Della-Latta P, Saiman L. Prevalence of Methicillin-Sensitive and Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus in preganant women. Obstetrics & Gynecology 108: 482-487, 2006.
8. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Tests Approved Standards. M2-A9. 9th edition, Wayne, PA USA, 2005.
9. Chong SC, Yin CS, Bakar AA, Skewi Z, Naing NN, Jamal F, Othman N. Nasal carriage of Staphylococcus aureus among healthy adults. Journal of Microbiology, Immunology and Infection 39:458-464, 2006
10. Coia JE, Duckworth GJ, Edwards DI, Farrington M, Fry C, Humphreys H, Mallaghan C, Tucker DR. For the joint working party of the Bristish Society of Antimicrobial chemotherapy, the Hospital Infection Society, and the Infection Control Nurses Association Guidelines for the control and prevention of meticilin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in healthcare facilities. Journal of Hospital Infection 63:S1-44, 2006.
11. Costa SF, Miceli MH, Anaissie EJ. Mucosa or skin as source of coagulase-negative staphylococcal bacteraemia? Lancet Infectious Diseases 4:278-286, 2004.
12. Cunha L, Lopes CA, Rugolo LM, Chalita LV. Clinical significance of coagulase-negative staphylococci isolated from neonates. Journal de Pediatria 78:279-288, 2002.
13. Dar JA, Thoker MA, Khan JA, Ali A, Khan MA, Rizwan M, Bhat KH, Dar MJ, Ahmed N, Ahmad S. Molecular epidemiology of clinical and carrier strains of methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in the hospital setting of north India. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials 22:1-15, 2006.
14. Frigatto EA, Machado AM, Pignatari AC, Gales AC. Is the cefoxitin disk test reliable enough to detect oxacillin resistance in coagulase negative staphylococci? Journal Clinical Microbiology 43:2028-2029, 2005.
15. Hederstierna-Johnsen T, Henrik C, Schonheyder P, Kirsten P. Detection of methicillin resistance in coagulase-negative staphylococci by cefoxitin disk diffusion and oxacillin Etest. Acta Pathologica, Microbiologica et Immunologica 113:688-692, 2005.
16. Heikens E, Fleer A, Paauw A, Florijn A, Fluit AC. Comparison of genotypic and phenotypic methods for species-level identification of clinical isolates of coagulase-negative staphylococci. Journal of Clinical Microbiology 43:2286-2290, 2005.
17. Higuchi W, Isobe H, Iwao Y, Dohmae S, Saito K, Takano T, Otsuka T, Baranovish T, Endo C, Suzuki N, Tomiyama Y, Yamamoto T. Extensive multidrug resistance of coagulase-negative staphylococci in medical students. Journal of Infection and Chemotherapy 13:63-66, 2007.
18. Huang SY, Tang RB, Chen SJ, Chung RL. Coagulase-negative staphylococcal bacteremia in critically ill children: risk factors and antimicrobial susceptibility. The Journal of Microbiology, Immunology and Infection 36:51-55, 2003.
19. Hurdle JG, O'Neill AJ, Mody L, Chopra I, Bradley SF. In vivo transfer of high-level mupirocin resistance from Staphylococcus epidermidis to methicillin-reistant Staphylococcus aureus associated with failure of mupirocin prophylaxis. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy 56:1166-1168, 2005.
20. Ito IY, Costa A, Baracchini O. Emprego da gema de ovo no isolamento de Staphylococcus aureus. The annals of Microbiology 16:189-192, 1969.
21. Jarlov JO, Busch-Sorensen C, Espersen F, Mortensen I, Hougaard DM, Rosdahl VT. Evaluation of different methods for the detection of methicillin resistance in coagulase-negative staphylococci. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 40:241-249, 1997.
22. Kampf G, Adena S, Ruden H, Weist K . Inducibility and potencial role mecA-gene positive oxacillin-susceptible Staphylococcus aureus from colonized healthcare workers as a source for nosocomial infections. Journal Hospital Infection 54:124-129, 2003.
23. Kloos WE, Schleifer KH. Simplified scheme for routine identification of human Staphylococcus species. Journal of Clinical Microbiology 1:82-88, 1975.
24. Koneman EW, Woods GL, Procop GW, Schreckenberger PC, Allen SD, Janda WM. Konema's Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology. 6nd edition, Lippincott, Williams & Willkins, p.1535, 2005.
25. Krause R, Haberl R, Wolfler A, Daxbock F, Auner HW, Krejs GJ, Wenisch C, Reisinger EC. Molecular typing of coagulase-negative staphylococcal blood and skin culture isolates to differentiate between bacteremia and contamination. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases 22:760-763, 2003.
26. Kremer B, Jacobs JA, Soudijn ER, van der Ven AJ. Clinical value of bacteriological examinations of nasal and paranasal mucosa in patients with chronic sinusitis. European Archives of Otorhinolaryngology 258:220-225, 2001.
27. Loveday HP, Pellowe CM, Jones SRLJ, Pratt RJ. A systematic review of the evidence for interventions for the prevention and control of meticillin-reistant Staphylococcus aureus (1996-2004): report to the Joint MRSAWorking Party (subgoup A). Journal Hospital Infection 635:S45-S70, 2006.
28. Mamishi S, Pourakbari B, Ashtiani MH, Hashemi FB. Frequency of isolation and antimicrobial susceptibility of bacteria isolated from bloodstream infections at Children's Medical Center, Tehran, Iran, 1996-2000. International Journal of Antimicrobial Agents 26:373-379, 2005.
29. Monsen T, Karlsson C, Wistrom J. Spread of clones of multidrug-resistant, coagulase-negative staphylococci within a university hospital. Infection Control and Hospital Epidemiology 26:76-80, 2005.
30. Monteiro GF. Segredos da Estatística em pesquisas científicas. 1ª edição, Editora Vieira.Goiânia, 2004.
31. Murakami K, Espersen F, Mortensen I. Identification of methicillin-resistant strains of Staphylococci by polymerase chain reation. Journal Clinical Microbiology 29:2240-2244, 1991.
32. Nascimento JS, Ceotto H, Nascimento SB, Giambiagi-Demarval M, Santos KR, Bastos MC. Bacteriocins as alternative agents for control of multiresistant staphylococcal strains. Letters in Applied Microbiology 42:215-221, 2006.
33. Nunes AP, Teixeira LM, Iorio NL, Bastos CC, Fonseca LS, Souto-Padron T, Santos KR. Heterogeneous resistance to vancomycin in Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus warneri clinical strains: characterisation of glycopeptide susceptibility profiles and cell wall thickening. International Journal of Antimicrobial Agents 27:307-315, 2006.
34. Oliveira ADD, Azevedo PA, Souza LB, Viana-Niero C, Francisco W, Lottenberg G, Martino MDV, Hofling-Lima AL. Laboratory detection for methicillin resitance in coagulase negative Staphylococcus isolated from ophthalmic infections. Arquivos Brasileiros de Oftalmologia 70:667-6675, 2007.
35. Palazzo ICV, Araujo MLC, Darini ALC. First reporto of Vancomycin-resistant Staphylococci isolated from healthy carriers in Brazil. Journal of Clinical Microbiology 43:179-185, 2005.
36. Prado-Palos MA. Staphylococcus aureus e Staphylococcus aureus meticilina resistentes, (MRSA) em Profissionais de saúde e as interfaces com as infecções nosocomiais. Tese de Doutorado. Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2006.
37. Sakarya S, Oncu S, Ozturk B, Tuncer G, Sari C. Neuraminidase produces dose-dependent decrease of slime production and adherence of slime-forming, coagulase-negative staphylococci. Archives of Medical Research 35:275-278, 2004.
38. Shankar KR, Brown D, Hughes J, Lamont GL, Losty PD, Lloyd DA, van Saene HK. Classification and risk-factor analysis of infections in a surgical neonatal unit. Journal of Pediatric Surgery 36:276-281, 2001.
39. Shittu A, Lin J, Morrison D, Kolawole D. Identification and molecular characterization of mannitol salt positive, coagulase-negative staphylococci from nasal samples of medical personnel and students. Journal of Medical Microbiology 55:317-324, 2006.
40. Steers E, Foltz EL, Graaves VS. An inocula replicating apparatus for continue testing of bacterial susceptibility to antibiotics. Antibiotics and Chemotherapy 9:307-311, 1959.
41. von Eiff C, Peters G, Heilmann C. Pathogenesis of infections due to coagulase-negative staphylococci. Lancet Infectious Diseases 2:677-685, 2002.
42. Westergren G, Krasse B. Evalution of a micromethod for determination of Streptococcus mutans and Lactobacillus infection. Journal Clinical Microbiology 7:82-83, 1978.
Recebido para publicação em 28/01/2009
Aceito em 20/07/2009
Apoio Financeiro: FAPESP (Processo 05/58463-0)
- 1. Andrews WW, Schelonka R, Waites K, Stamm A, Cliver SP, Moser. Genital tract methicillin-resistant Staphylococcus aureus Risk of vertical tansmission in pregant women. Obstetrics & Gynecology 111:113-118, 2008.
- 2. Arché GL. Staphylococcus epidermidis and other coagulase-negative staphylococci In: Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds) Mandell, Douglas, Bennett's, Principles and practice of infectious diseases, New York, p.1777-1784, 1995
- 3. Anguera L, Diekema DJ, Doern GV. Staphylococcus lugdunensis infective endocarditis: description of 10 cases and analysis of native valve, prosthetic valve, and pacemaker tead endocarditis clinical profiles. Heart 91:1-7, 2005.
- 4. Boisson K, Thouverez M, Talon D, Bertrand X. Characterisation of coagulase-negative staphylococci isolated from blood infections: incidence, susceptibility to glycopeptides, and molecular epidemiology. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases 21:660-665, 2002.
- 5. Boyce JM. MRSA patients: proven methods to treat colonization and infection. Journal Hospital Infection 48:9-14, 2001.
- 6. Centers for disease control and prevention. Guideline for Hand Higiene in Health-Care Settings. Morbidity Mortality Weekly Report 51: 16-25, 2002b. Disponível em: htt://www.cdc.gov Acesso em: 22 jun. 2007.
- 7. Chen TK, Huard RC, Della-Latta P, Saiman L. Prevalence of Methicillin-Sensitive and Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus in preganant women. Obstetrics & Gynecology 108: 482-487, 2006.
-
8Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Tests Approved Standards. M2-A9. 9th edition, Wayne, PA USA, 2005.
- 9. Chong SC, Yin CS, Bakar AA, Skewi Z, Naing NN, Jamal F, Othman N. Nasal carriage of Staphylococcus aureus among healthy adults. Journal of Microbiology, Immunology and Infection 39:458-464, 2006
- 10. Coia JE, Duckworth GJ, Edwards DI, Farrington M, Fry C, Humphreys H, Mallaghan C, Tucker DR. For the joint working party of the Bristish Society of Antimicrobial chemotherapy, the Hospital Infection Society, and the Infection Control Nurses Association Guidelines for the control and prevention of meticilin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in healthcare facilities. Journal of Hospital Infection 63:S1-44, 2006.
- 11. Costa SF, Miceli MH, Anaissie EJ. Mucosa or skin as source of coagulase-negative staphylococcal bacteraemia? Lancet Infectious Diseases 4:278-286, 2004.
- 12. Cunha L, Lopes CA, Rugolo LM, Chalita LV. Clinical significance of coagulase-negative staphylococci isolated from neonates. Journal de Pediatria 78:279-288, 2002.
- 13. Dar JA, Thoker MA, Khan JA, Ali A, Khan MA, Rizwan M, Bhat KH, Dar MJ, Ahmed N, Ahmad S. Molecular epidemiology of clinical and carrier strains of methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in the hospital setting of north India. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials 22:1-15, 2006.
- 14. Frigatto EA, Machado AM, Pignatari AC, Gales AC. Is the cefoxitin disk test reliable enough to detect oxacillin resistance in coagulase negative staphylococci? Journal Clinical Microbiology 43:2028-2029, 2005.
- 15. Hederstierna-Johnsen T, Henrik C, Schonheyder P, Kirsten P. Detection of methicillin resistance in coagulase-negative staphylococci by cefoxitin disk diffusion and oxacillin Etest. Acta Pathologica, Microbiologica et Immunologica 113:688-692, 2005.
- 16. Heikens E, Fleer A, Paauw A, Florijn A, Fluit AC. Comparison of genotypic and phenotypic methods for species-level identification of clinical isolates of coagulase-negative staphylococci Journal of Clinical Microbiology 43:2286-2290, 2005.
- 17. Higuchi W, Isobe H, Iwao Y, Dohmae S, Saito K, Takano T, Otsuka T, Baranovish T, Endo C, Suzuki N, Tomiyama Y, Yamamoto T. Extensive multidrug resistance of coagulase-negative staphylococci in medical students. Journal of Infection and Chemotherapy 13:63-66, 2007.
- 18. Huang SY, Tang RB, Chen SJ, Chung RL. Coagulase-negative staphylococcal bacteremia in critically ill children: risk factors and antimicrobial susceptibility. The Journal of Microbiology, Immunology and Infection 36:51-55, 2003.
- 19. Hurdle JG, O'Neill AJ, Mody L, Chopra I, Bradley SF. In vivo transfer of high-level mupirocin resistance from Staphylococcus epidermidis to methicillin-reistant Staphylococcus aureus associated with failure of mupirocin prophylaxis. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy 56:1166-1168, 2005.
- 20. Ito IY, Costa A, Baracchini O. Emprego da gema de ovo no isolamento de Staphylococcus aureus. The annals of Microbiology 16:189-192, 1969.
- 21. Jarlov JO, Busch-Sorensen C, Espersen F, Mortensen I, Hougaard DM, Rosdahl VT. Evaluation of different methods for the detection of methicillin resistance in coagulase-negative staphylococci Journal of Antimicrobial Chemotherapy 40:241-249, 1997.
- 22. Kampf G, Adena S, Ruden H, Weist K . Inducibility and potencial role mecA-gene positive oxacillin-susceptible Staphylococcus aureus from colonized healthcare workers as a source for nosocomial infections. Journal Hospital Infection 54:124-129, 2003.
- 23. Kloos WE, Schleifer KH. Simplified scheme for routine identification of human Staphylococcus species. Journal of Clinical Microbiology 1:82-88, 1975.
- 24. Koneman EW, Woods GL, Procop GW, Schreckenberger PC, Allen SD, Janda WM. Konema's Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology. 6nd edition, Lippincott, Williams & Willkins, p.1535, 2005.
- 25. Krause R, Haberl R, Wolfler A, Daxbock F, Auner HW, Krejs GJ, Wenisch C, Reisinger EC. Molecular typing of coagulase-negative staphylococcal blood and skin culture isolates to differentiate between bacteremia and contamination. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases 22:760-763, 2003.
- 26. Kremer B, Jacobs JA, Soudijn ER, van der Ven AJ. Clinical value of bacteriological examinations of nasal and paranasal mucosa in patients with chronic sinusitis. European Archives of Otorhinolaryngology 258:220-225, 2001.
- 27. Loveday HP, Pellowe CM, Jones SRLJ, Pratt RJ. A systematic review of the evidence for interventions for the prevention and control of meticillin-reistant Staphylococcus aureus (1996-2004): report to the Joint MRSAWorking Party (subgoup A). Journal Hospital Infection 635:S45-S70, 2006.
- 28. Mamishi S, Pourakbari B, Ashtiani MH, Hashemi FB. Frequency of isolation and antimicrobial susceptibility of bacteria isolated from bloodstream infections at Children's Medical Center, Tehran, Iran, 1996-2000. International Journal of Antimicrobial Agents 26:373-379, 2005.
- 29. Monsen T, Karlsson C, Wistrom J. Spread of clones of multidrug-resistant, coagulase-negative staphylococci within a university hospital. Infection Control and Hospital Epidemiology 26:76-80, 2005.
- 30. Monteiro GF. Segredos da Estatística em pesquisas científicas. 1Ş edição, Editora Vieira.Goiânia, 2004.
- 31. Murakami K, Espersen F, Mortensen I. Identification of methicillin-resistant strains of Staphylococci by polymerase chain reation. Journal Clinical Microbiology 29:2240-2244, 1991.
- 32. Nascimento JS, Ceotto H, Nascimento SB, Giambiagi-Demarval M, Santos KR, Bastos MC. Bacteriocins as alternative agents for control of multiresistant staphylococcal strains. Letters in Applied Microbiology 42:215-221, 2006.
- 33. Nunes AP, Teixeira LM, Iorio NL, Bastos CC, Fonseca LS, Souto-Padron T, Santos KR. Heterogeneous resistance to vancomycin in Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus warneri clinical strains: characterisation of glycopeptide susceptibility profiles and cell wall thickening. International Journal of Antimicrobial Agents 27:307-315, 2006.
- 34. Oliveira ADD, Azevedo PA, Souza LB, Viana-Niero C, Francisco W, Lottenberg G, Martino MDV, Hofling-Lima AL. Laboratory detection for methicillin resitance in coagulase negative Staphylococcus isolated from ophthalmic infections. Arquivos Brasileiros de Oftalmologia 70:667-6675, 2007.
- 35. Palazzo ICV, Araujo MLC, Darini ALC. First reporto of Vancomycin-resistant Staphylococci isolated from healthy carriers in Brazil. Journal of Clinical Microbiology 43:179-185, 2005.
- 36. Prado-Palos MA. Staphylococcus aureus e Staphylococcus aureus meticilina resistentes, (MRSA) em Profissionais de saúde e as interfaces com as infecções nosocomiais. Tese de Doutorado. Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2006.
- 37. Sakarya S, Oncu S, Ozturk B, Tuncer G, Sari C. Neuraminidase produces dose-dependent decrease of slime production and adherence of slime-forming, coagulase-negative staphylococci Archives of Medical Research 35:275-278, 2004.
- 38. Shankar KR, Brown D, Hughes J, Lamont GL, Losty PD, Lloyd DA, van Saene HK. Classification and risk-factor analysis of infections in a surgical neonatal unit. Journal of Pediatric Surgery 36:276-281, 2001.
- 39. Shittu A, Lin J, Morrison D, Kolawole D. Identification and molecular characterization of mannitol salt positive, coagulase-negative staphylococci from nasal samples of medical personnel and students. Journal of Medical Microbiology 55:317-324, 2006.
- 40. Steers E, Foltz EL, Graaves VS. An inocula replicating apparatus for continue testing of bacterial susceptibility to antibiotics. Antibiotics and Chemotherapy 9:307-311, 1959.
- 41. von Eiff C, Peters G, Heilmann C. Pathogenesis of infections due to coagulase-negative staphylococci. Lancet Infectious Diseases 2:677-685, 2002.
- 42. Westergren G, Krasse B. Evalution of a micromethod for determination of Streptococcus mutans and Lactobacillus infection. Journal Clinical Microbiology 7:82-83, 1978.
Endereço para correspondência:
Datas de Publicação
-
Publicação nesta coleção
23 Set 2009 -
Data do Fascículo
Ago 2009
Histórico
-
Aceito
20 Jul 2009 -
Recebido
28 Jan 2009