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Iheringia. Série Zoologia

Print version ISSN 0073-4721On-line version ISSN 1678-4766

Iheringia, Sér. Zool. vol.96 no.2 Porto Alegre June 2006

http://dx.doi.org/10.1590/S0073-47212006000200013 

Morfologia externa dos estágios imaturos de heliconíneos neotropicais: V. Agraulis vanillae maculosa (Lepidoptera, Nymphalidae, Heliconiinae)1

 

External morphology of the immature stages of neotropical heliconians: V. Agraulis vanillae maculosa (Lepidoptera, Nymphalidae, Heliconiinae)

 

 

Denis S. da SilvaI; Rafael Dell'ErbaII; Lucas A. KaminskiI; Gilson R. P. MoreiraI

IDepartamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Av. Bento Gonçalves, 9500, 91501-970 Porto Alegre, RS, Brasil. (denisdasilva@pop.com.br, lucaskaminski@yahoo.com.br, gilson.moreira@ufrgs.br)
IIDepartamento de Ciências Biológicas, Universidade do Estado de Mato Grosso, Caixa Postal 08, 78690-000 Nova Xavantina, MT, Brasil. (rafaeldellerba@yahoo.com.br)

 

 


RESUMO

As estruturas externas do ovo, larva e pupa de Agraulis vanillae maculosa (Stichel, [1908]) são descritas e ilustradas, baseadas em microscopia óptica e eletrônica de varredura.

Palavras-chave: Lagarta, ovo, larva, borboleta do maracujá, pupa.


ABSTRACT

The external features of egg, larva and pupa of Agraulis vanillae maculosa (Stichel, [1908]) are described and illustrated, based upon light and scanning electron microscopy.

Keywords: Caterpillar, egg, larva, passion-flower butterfly, pupa.


 

 

Agraulis vanillae (Linnaeus, 1758) apresenta distribuição neotropical, ocorrendo desde o sul dos EUA, Índias Ocidentais até o norte da Argentina e Uruguai (EMSLEY, 1963; DEVRIES, 1987). Segundo LAMAS (2004), são reconhecidas oito subespécies, sendo referidas por MICHENER (1942) para o Brasil: Agraulis vanillae lucina Felder & Felder, 1862, A. vanillae maculosa (Stichel, [1908]) e A. vanillae vanillae (Linnaeus, 1758). O adulto apresenta, na face dorsal das asas, cor laranja com manchas pretas, e na face ventral, laranja e marrom com manchas pretas e prateadas. Pertence ao anel mimético mülleriano do grupo laranja, do qual também fazem parte outros heliconíneos, como Dione juno (Cramer, 1779), Dione moneta Hübner, 1825, Dryas iulia (Fabricius, 1775) e Eueides aliphera (Godart, 1819) (ARAÚJO & VALENTE, 1981).

Agraulis vanillae maculosa é uma borboleta típica de ambientes abertos (BROWN, 1992), sendo comum no sul e sudeste do Brasil, norte da Argentina, Paraguai e Uruguai (EMSLEY, 1963). No Brasil, já foram listadas várias passifloráceas como hospedeiras (BROWN & MIELKE, 1972), havendo preferência por Passiflora Linnaeus do subgênero Granadilla (Medikus) Masters (BENSON et al., 1975). No Rio Grande do Sul, é um dos heliconíneos que usa o maior número de plantas hospedeiras, tendo sido registrado em Passiflora actinia Hooker, P. alata Dryander, P. amethystina Mikan, P. caerulea Linnaeus, P. capsularis Linnaeus, P. edulis Sims, P. misera Humboldt, Bonpland & Kunth e P. suberosa Linnaeus (DELL'ERBA et al., 2005). Os ovos são postos de forma isolada em diversas partes da planta hospedeira, como a superfície adaxial das folhas, gavinhas verdes ou secas, meristema apical ou fora da mesma (DELL'ERBA et al., 2005). Agraulis vanillae é citada como uma das principais pragas dos maracujás cultivados comercialmente (BENSON et al., 1975; COPP & DAVENPORT, 1978; BROWN,, 1981).

Aspectos da biologia e morfologia genérica dos estágios imaturos de A. vanillae já foram descritos (e.g. MÜLLER, 1886; LORDELLO, 1952; BEEBE et al., 1960; FLEMING, 1960; BROWN, 1974; MOTA & LOPES, 1980; BROWN, 1981; TOLEDO, 1991). No entanto, a morfologia ultraestrutural externa dos imaturos ainda é desconhecida. A utilização deste tipo de informação, aliado a outros caracteres, tem se mostrado de grande relevância para um melhor entendimento das relações filogenéticas em Lepidoptera (KITCHING, 1985; MILLER, 1991; FREITAS & BROWN, 2004). Como parte de uma série de estudos que vem sendo desenvolvidos (ANTUNES et al., 2002; KAMINSKI et al., 2002; TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004) e visando preencher em parte tal lacuna, objetiva-se descrever e ilustrar a morfologia genérica e ultraestrutural externa dos estágios de ovo, larva e pupa de A. vanillae maculosa, bem como a quetotaxia larval e a identificação morfométrica dos respectivos instares.

 

MATERIAL E MÉTODOS

Os ovos e larvas utilizados foram coletados sobre plantas de Passiflora edulis, cultivadas no município de Porto Alegre, RS. Os ovos foram acondicionados em placas de Petri, sobre papel filtro umedecido, onde permaneceram até a eclosão das larvas, que foram mantidas sobre ramos de P. edulis. Posteriormente, a cada ecdise, as cápsulas cefálicas foram reunidas e medidas. Os diferentes estágios foram separados, fixados em solução de Dietrich e conservados em etanol 70%. Os espécimes analisados encontram-se depositados sob os números 108, 129 e 130, na coleção do Laboratório de Morfologia e Comportamento de Insetos (LMCI), Departamento de Zoologia, UFRGS, Porto Alegre, Rio Grande do Sul, Brasil.

Aspectos gerais dos imaturos foram analisados a partir de material fixado ou incluso em gelatina glicerinada. Cápsulas cefálicas foram reidratadas, clarificadas com KOH 10% e montadas sobre lâmina/lamínula, com gelatina glicerinada como meio de inclusão. Aspectos ultraestruturais foram observados em microscopia eletrônica de varredura, seguindo os mesmos procedimentos adotados por PAIM et al. (2004), no Centro de Microscopia Eletrônica da UFRGS (CME).

Para a identificação dos instares larvais, foi medida a maior largura das cápsulas cefálicas, em vista frontal, com o auxílio de uma escala micrométrica acoplada à ocular de uma lupa. Os valores relativos foram ajustados pelo método dos mínimos quadrados à função: y = aebx (SNEDECOR & COCHRAN, 1980).

Na descrição do ovo, usou-se a nomenclatura utilizada por DELL'ERBA et al. (2005). As estruturas das larvas foram nomeadas segundo PETERSON (1962), sendo que para a quetotaxia dos instares larvais seguiu-se STEHR (1987). Para a descrição dos escolos foi adotado BEEBE et al. (1960) e para a nomenclatura da pupa, MOSHER (1916).

 

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Ovo (Figs. 1-5). Segundo DELL'ERBA et al. (2005), apresenta formato subcilíndrico, base plana e o ápice levemente afilado (Fig. 1). No início do desenvolvimento, tem coloração amarela e próximo à eclosão da larva aparecem, por transparência, manchas marrons aleatoriamente distribuídas (BEEBE et al., 1960;BROWN, 1981). Para os 10 espécimes analisados, o diâmetro (média ± erro padrão) foi de 0,907 ± 0,016 mm e a altura de 1,084 ± 0,014 mm. Tais valores são próximos aos obtidos por BEEBE et al. (1960) e BROWN (1981) para A. vanillae.

 

 

O cório é ornamentado com carenas verticais (Vr) e horizontais (Hr) de superfícies lisas, que ao se interseccionarem delimitam células. As carenas Vr e Hr variam em número de 15 a 19 e 9 a 12, respectivamente. Para as carenas verticais a moda encontrada foi de 17. Estes valores são semelhantes aos encontrados por BEEBE et al. (1960) e BROWN (1981), mas maiores que os obtidos por PETERSON (1970) para Agraulis vanillae incarnata (Riley, 1926). Na porção inferior do ovo, as carenas verticais têm em geral o dobro da largura das horizontais (Fig. 2) e algumas apresentam-se interrompidas a uma ou duas células antes da região micropilar. No terço superior, possuem larguras semelhantes (Fig. 3).

As células são de superfície lisa, semelhante às de Dione juno juno (Cramer, 1779), Dryadula phaetusa (Linnaeus, 1758), Philaethria wernickei (Rober, 1906) e diferem de Heliconius erato phyllis (Fabricius, 1775), que apresenta pequenas depressões. Apresentam os ângulos internos arredondados, sendo as inferiores (Lc) retangulares e uniformemente distribuídas (Fig. 2), enquanto que as superiores (Uc) podem variar de retangulares, hexagonais, a irregulares (Fig. 3). Nas intersecções das carenas situam-se as aerópilas (Ac), circulares e sem elevação no peritrema (Fig. 5).

Região micropilar (Fig. 4), situada no pólo anterior (Ap) do ovo (HINTON, 1981), é plana e composta por células que variam de pentagonais a heptagonais. Conforme descrito por DOWNEY & ALLYN (1981), esta região é formada pelo ânulo e roseta, e no centro desta estão localizadas as micrópilas (Mp). As células maiores do ânulo tendem à superfície lisa, enquanto as menores têm rugosidades em toda a superfície, incluindo as da roseta. A região micropilar não apresenta carenas verticais elevadas circundando-a, diferindo de D. juno juno, H. erato phyllis e D. phaetusa (DELL'ERBA et al., 2005).

Larvas (Figs. 6-27). O primeiro instar apresenta coloração castanho-clara, com manchas brancas e marrons, sendo o conteúdo intestinal observável por transparência. Cápsula cefálica, calazas e pináculas pretas. Cerdas castanho-escuras a pretas. A morfologia genérica da cápsula cefálica e das peças bucais segue o padrão geral para Lepidoptera (STEHR, 1987). Fronte e clípeo apresentam-se fusionados, formando o frontoclípeo, com sutura frontoclipeal evidente. Anteclípeo (sensu MILLER, 1991) aparente, semelhante a Eueides isabella dianasa (Hübner, 1806) (ANTUNES et al., 2002). Labro recobre mais da metade das mandíbulas, em vista frontal. Antena (Fig. 10) inserida em uma área membranosa eversível (antocória) que possui algumas protuberâncias semelhantes às encontradas em D. juno juno e Dryas iulia alcionea (Cramer, 1779) (TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004); é formada por três artículos: o primeiro, curto e alargado; o segundo, alongado com quatro sensilas, duas curtas e duas longas; o terceiro, reduzido e com quatro sensilas curtas.

 

 

 


 

 



 

 



 

 


 

Quetotaxia larval (Figs. 6, 7, 9) semelhante ao descrito para outros heliconíneos (FLEMING, 1960; ANTUNES et al., 2002; KAMINSKI et al., 2002; TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004). As cerdas são lisas, sobre calazas, com a porção apical dilatada (Figs. 13, 14), com exceção das cerdas menores, que são afiladas. Em H. erato phyllis e Dione moneta moneta Hübner, 1825, também são encontradas cerdas com o ápice dilatado (KAMINSKI et al., 2002); em E. isabella dianasa, o ápice das cerdas é afilado (ANTUNES et al., 2002), embora este possa apresentar-se partido em três ou quatro pontas como em D. juno juno (TAVARES et al., 2002). Na cápsula cefálica, presentes as cerdas P1, P2, L1, A1, A2, A3, AF1, AF2, S1, S2, SS2; não visíveis em vista frontal as cerdas S3, SS1 e SS3. Poros Aa, AFa, Pa, Pb, Sb presentes; não visíveis em vista frontal La, MDa, MGa, Sa, SSa. Microcerdas MD1 (Fig. 11), MD2 e MD3 presentes e localizadas posteriormente à P2; e o poro MDa entre MD1 e MD2, diferindo do padrão geral proposto por STEHR (1987), mas semelhante ao descrito para outros Heliconiinae e Acraeinae (PALUCH et al., 2001; ANTUNES et al., 2002; PAIM et al., 2004). No frontoclípeo as cerdas: C1, C2, F1; e o par de poros Fa. Outras cerdas menores também estão presentes no labro, maxila e mandíbula (STEHR, 1987).

Placa protorácica com as cerdas D1, D2 e XD2; e os poros XDc (FLEMING, 1960) e XDb (ANTUNES et al., 2002). No protórax, cerdas L1, L2, SD1, SD2, SV1 e SV2 (Fig. 7). O meso- e o metatórax apresentam quetotaxia similar ao protórax. Cerdas dorsais D1 e D2 situadas em pináculas separadas, com D1 maior e mais dorsalmente localizada que D2. Grupo subdorsal representado por SD1 e o lateral, por L1; subventral formado por SV1.

Dentre as várias cerdas que ocorrem nas pernas, destacam-se as tibiais e as tarsais. As tarsais (Fig. 12), presentes em todos os lepidópteros (MILLER, 1991), estão representadas por Ts1, Ts2, Ts3 e Ts4, sendo a última longa, curvada, semelhante à garra (Ga, fig. 12), mas de tamanho maior.

No abdômen, estão presentes cerdas dorsais, subdorsais, laterais, subventrais e ventrais. Do grupo dorsal, D1 e D2 em todos os segmentos abdominais; do subdorsal, a cerda SD1 do primeiro ao décimo segmento e SD2, no décimo; do lateral, L1 e L2, em pináculas separadas do primeiro ao oitavo segmento, e no nono segmento, apenas L1, pequena e fina; do subventral, SV1 do primeiro ao nono segmento abdominal e SV2 do primeiro ao sexto segmento. Cerdas subventrais do terceiro ao sexto segmento, inseridas na seção cilíndrica do larvópodo (SNODGRASS, 1935), que é incompleta, semelhante a H. erato phyllis, D. juno juno e D. iulia alcionea (PENZ, 1999; KAMINSKI et al., 2002; TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004). Grupo ventral formado por cerdas curtas e finas (FLEMING, 1960).

No paraprocto, presentes as cerdas paraproctal (PP) e subparaproctal (SP1) (sensu KITCHING, 1984; STEHR, 1987). A seção cilíndrica do larvópodo do décimo segmento abdominal apresenta as cerdas PL1, PL2, PL3 e PL4. A quetotaxia deste segmento é semelhante à descrita para Danainae (KITCHING, 1984), assim como para os outros heliconíneos (ANTUNES et al., 2002; KAMINSKI et al., 2002; TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004).

Tegumento coberto por microtríquias (Fig. 15), presentes em grande quantidade, ventralmente e próximo aos larvópodos. Espiráculos e larvópodos seguem o padrão geral para Lepidoptera (STEHR, 1987). Espiráculos (Fig. 16) com peritrema elevado, sendo o primeiro e o último levemente maiores. Na planta dos larvópodos, estão os ganchos uniordinais e unisseriais, dispostos circularmente (Fig. 17).

A partir do segundo instar, o padrão de coloração da larva é variável e complexo, podendo variar do marrom-escuro ao cinza-claro, com manchas e faixas brancas, amarelas ou alaranjadas que se distribuem ao longo do corpo (Fig. 27). Cápsula cefálica preta, com áreas branco-amareladas nas regiões frontal e lateral. Quinto instar, conforme já apontado por TOLEDO (1991), com três padrões principais de coloração do corpo: marrom-escuro, cinza e branco.

Estematas (Fig. 18) apresentam-se facetados com padrão em "y", sem facetamento secundário, semelhante ao observado para Papilionidae e Pieridae (J. Bizarro & M. Paluch, com. pess.).

Com o surgimento dos escolos, a quetotaxia muda (Fig. 20). Os escolos são estruturas alongadas e espessas que possuem muitas cerdas. Dentre estas, as menores possuem a porção terminal dilatada (Fig. 21), semelhante a D. moneta moneta (L. Kaminski, dados inéditos) e as maiores são afiladas. A porção distal do escolo é afilada, similar aos heliconíneos estudados por PENZ (1999), apresentando-se como uma cerda fracamente delimitada na base (Fig. 22), semelhante ao encontrado em H. erato phyllis (KAMINSKI et al., 2002).

Cápsula cefálica com um par de escolos bem desenvolvidos e levemente curvos (Sc, Fig. 8). Protórax (Fig. 19), segmento que mantém o padrão mais conservado em relação às cerdas primárias, sem escolos, ao contrário do gênero Dione (PENZ, 1999; TAVARES et al., 2002). Meso- e metatórax com dois pares de escolos, um dorsal (So) e outro supraespiracular (Sp). Posição do escolo (Sp = Sst sensu MÜLLER, 1886), deslocado anteriormente nos segmentos torácicos, é considerada uma sinapomorfia para Heliconiinae (MÜLLER, 1886; HARVEY, 1991).

No abdômen, do primeiro ao oitavo segmento, três pares de escolos (Fig. 8), um dorsal (So), um supraespiracular (Sp) e um subespiracular (Sl). Nono e décimo segmentos abdominais com apenas um par de escolos dorsais cada, sendo no último denominados de escolos anais (Sn).

Quinto instar com tegumento coberto por microtríquias e cerdas esparsas. As cerdas encontradas em A. vanillae maculosa são curtas, diferentemente de D. moneta moneta e Dione glicera (Felder & Felder, 1861) que possuem cerdas longas (PENZ, 1999; L. Kaminski, dados inéditos). Microtríquias cônicas, estriadas e com o ápice afilado nas dispostas ventralmente (Fig. 24) (PENZ, 1999) e de formato espatulado nas que recobrem a planta dos larvópodos (Fig. 25). Ganchos dos larvópodos (Fig. 26) triordinais e unisseriais. Espiráculos (Fig. 23) elípticos.

Identificação dos instares. As larvas de A. vanillae maculosa não apresentam variações estruturais ou de coloração que possibilitem uma identificação segura dos diferentes instares. A partir dos dados correspondentes à tendência central e de dispersão, para a largura da cápsula cefálica dentre os instares das larvas criadas em laboratório, obteve-se a seguinte equação exponencial de crescimento: y = 0,354e ^0,441x; n = 100; r = 0,993; p = 0,0001. A razão de crescimento dentre os instares foi em média de 1,55. Este valor é similar ao encontrado por MOTA & LOPES (1980) para A. vanillae vanillae, assim como para outros heliconíneos estudados (ANTUNES et al., 2002; TAVARES et al., 2002; KAMINSKI et al., 2002; PAIM et al., 2004). Estas medidas de crescimento seguiram a regra de Brooks-Dyar (DALY, 1985), sugerindo um crescimento segundo progressão geométrica. À semelhança do que foi obtido por MOTA & LOPES (1980), não houve sobreposição de valores dentre os instares, o que permite a identificação precisa dos mesmos através da largura da cápsula cefálica (Tab. I).

 

 

Pupa (Figs. 28-45). Segue o padrão geral para Nymphalidae (MOSHER, 1916), com as pernas protorácicas e mesotorácicas estendidas ântero-ventralmente até a margem posterior da região ocular, e sutura epicranial ausente (Fig. 29).

 

 

Apresenta coloração não-uniforme, constituída por uma mistura de tons de castanho-claro, ocre e cinza (Fig. 28), com variação entre os indivíduos na intensidade dos mesmos. Região ocular formada por duas áreas distintas: uma de aspecto liso (Gr, Fig. 32), e outra de aspecto corrugado e com cerdas (Sr, Fig. 32), que também estão esparsamente localizadas em outras partes do corpo, como por exemplo próximo ao tubérculo mesotorácico (Fig. 36). Labro (Lr, Fig. 29) localizado posteriormente ao clípeo (Cl, Fig. 29) e entre as mandíbulas (Md, Fig. 29). Posteriormente a estas, situam-se as maxilas (Mx, Figs. 29, 33), que se estendem até a porção distal das antenas (Fig. 29).

 


 

Antenas (An, Fig. 29) originam-se dorsalmente na cabeça (Figs. 30, 31) e se estendem ventralmente entre as pernas mesotorácicas e as asas anteriores (Fig. 29). Segmentos com tubérculos (Fig. 35) semelhantes aos observados em D. juno juno e D. iulia alcionea (TAVARES et al., 2002; PAIM et al., 2004), mas diferindo de H. erato phyllis em que apresentam projeções em forma de espinho (KAMINSKI et al., 2002).

Segmentos torácicos (T1, T2, T3, Figs. 30, 31) seguem o padrão descrito para Heliconiinae (BEEBE et al., 1960). O primeiro, de tamanho intermediário entre o segundo e o terceiro, respectivamente, o maior e o menor. Em vista dorsal, são visíveis três linhas de tubérculos (Fig. 30): uma médio-dorsal e um par de látero-dorsais. Os tubérculos médio-dorsais (Mt, Figs. 30, 38) são pouco conspícuos e presentes no sexto e sétimo segmentos abdominais. Os látero-dorsais (Lt, Figs. 30, 39) distribuem-se do mesotórax ao sétimo segmento abdominal; do terceiro ao sétimo segmento abdominal, estes tubérculos apresentam-se alargados na base, formando curtas projeções, não-fusionadas. Ausentes as longas projeções, como encontrado em E. isabella dianasa (ANTUNES et al., 2002). Os tubérculos do terceiro segmento (Fig. 39) são mais desenvolvidos que os demais. Na região mediana dorsal do mesotórax, tem-se a crista médio-dorsal (Fig. 37), de aspecto corrugado. A linha de tubérculos supraespiraculares (Se, Fig. 40) está presente de forma pouco pronunciada no terceiro e quarto segmentos abdominais. Linha de tubérculos ventrais (Vt, Fig. 29) pouco evidente. Na base das asas anteriores (Figs. 30, 31), temos a crista longitudinal (Bl) e o tubérculo basilar (Bt).

 



 

As projeções cefálicas (Cp, Figs. 31, 32) são curtas e achatadas dorso-ventralmente, com várias protuberâncias na margem externa (Fig. 34).

Pernas protorácicas menores que as mesotorácicas e ambas com tubérculos (Figs. 29, 33). Espiráculo mesotorácico (Figs. 42, 43) localiza-se na junção entre os segmentos pro- e mesotorácico, com formato de fenda. Espiráculos abdominais elípticos, presentes do primeiro ao oitavo segmento (Fig. 41), sendo o oitavo vestigial e sem abertura distinta. Espiráculo do primeiro segmento abdominal não é visível, pois está encoberto pelas asas.

Cremáster (Fig. 44) subquadrangular, semelhante ao encontrado em D. juno juno (TAVARES et al., 2002), achatado ventralmente e com inúmeros ganchos de extremidade curvada em direção à base e pontas subdivididas (Fig. 45).

Agradecimentos. Ao Centro de Microscopia Eletrônica da UFRGS, especialmente a Moema Queiroz Vieira, Luciano Vieceli Taveira e Francis Farret Darsie, pelo auxílio na preparação do material e realização das fotos. Aos colegas do Laboratório de Morfologia e Comportamento de Insetos da UFRGS, pelas sugestões e, em especial, à Mirna Casagrande (UFPR) e André Freitas (UNICAMP), pela leitura crítica efetuada. Ao CNPq, pela cota de Bolsa de Iniciação Científica concedida a G. R. P. Moreira (Proc. nº 108194/2003-5). Este trabalho foi parcialmente financiado pelo CNPq (Proc. nº 478787/2001-4).

 

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Recebido em dezembro de 2005. Aceito em março de 2006.

 

 

1. Contribuição nº 495 do Departamento de Zoologia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul.

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