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Pesquisa Agropecuária Brasileira

Print version ISSN 0100-204X

Pesq. agropec. bras. vol.45 no.5 Brasília May 2010

http://dx.doi.org/10.1590/S0100-204X2010000500001 

BOTÂNICA

 

Histologia da embriogênese somática induzida em embriões de sementes maduras de Urochloa brizantha apomítica

 

Histology of somatic embryogenesis induced in embryos of mature seeds of the apomictic Urochloa brizantha

 

 

Sandra Janeth Lenis-ManzanoI; Ana Claudia Guerra de AraujoII; Cacilda Borges do ValleIII; Eliana de Fátima SantanaII; Vera Tavares de Campos CarneiroII

IUniversidade de Brasília, Departamento de Biologia Celular, Campus Universitário Darcy Ribeiro, Asa Norte, Universidade de Brasília, CEP 70910-900 Brasília, DF. E-mail: slenis20@hotmail.com
IIEmbrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, PqEB, Avenida W5 Norte (Final), Caixa Postal 02372, CEP 70770-917 Brasília, DF. E-mail: vera@cenargen.embrapa.br, guerra@cenargen.embrapa.br, santana@cenargen.embrapa.br
IIIEmbrapa Gado de Corte, BR 262, Km 4, Caixa Postal 154, CEP 79002-970 Campo Grande, MS. E-mail: cacilda@cenargen.embrapa.br

 

 


RESUMO

O objetivo deste trabalho foi descrever o processo de embriogênese somática em Urochloa brizantha cv. Marandu (Syn. Brachiaria brizantha cv. Marandu) e fornecer subsídios para o aprimoramento dos métodos de cultura de tecidos e transformação genética. Calos embriogênicos foram obtidos por indução em embriões isolados de sementes maduras, e cultivados in vitro, em meio de cultura que continha ácido 2,4-diclorofenoxiacético, 6-benzilaminopurina e caseína hidrolisada. Plântulas foram regeneradas a partir dos calos embriogênicos, na presença de ácido naftalenoacético e cinetina. Esse processo foi descrito morfologicamente por observações em microscopia de luz de secções seriadas semifinas de tecidos fixados, ao longo do processo de regeneração, em FAA [formaldeído (40%): ácido acético glacial: etanol (50%), a 5:5:90 v/v/v]. Os embriões das sementes de U. brizantha  cv. Marandu não têm epiblasto e são classificados como do tipo panicoide. Nas condições estabelecidas de cultura in vitro, calos embriogênicos e embriões somáticos de U. brizantha  cv. Marandu, desenvolvem-se a partir de células meristemáticas do escutelo.

Termos para indexação: Brachiaria, cultura de tecidos, melhoramento de forrageiras, regeneração, transformação genética.


ABSTRACT

The objective of this work was to describe the process of somatic embryogenesis in Urochloa brizantha cv. Marandu (Syn. Brachiaria brizantha cv. Marandu) and to provide support for the improvement of tissue culture and genetic transformation methods. Embryogenic calli were obtained by induction in embryos isolated from mature seeds, and cultivated in vitro in culture medium containing 2,4-dichlorophenoxyacetic acid, 6-benzylaminopurine and hydrolyzed casein. Plantlets were regenerated from the embryogenic calli in the presence of naphthaleneacetic acid and kinetin. This process was described by morphological observations of serial semithin sections of tissues fixed along the regeneration process in FAA (40% formaldehyde: acetic acid: 50% ethanol, at 5:5:90 v/v/v), using light microscopy. Seed embryos of U. brizantha  cv. Marandu do not have epiblast and are classified as Panicum-type. Under in vitro culture conditions, embryogenic calli and somatic embryos of U. brizantha  cv. Marandu develop from meristematic cells of the scutellum.

Index terms: Brachiaria, tissue culture, forage breeding, regeneration, genetic transformation.


 

 

Introdução

O gênero Brachiaria apresenta importantes espécies forrageiras que se adaptam a variadas condições de solos e destacam-se em solos ácidos e fracos (Araújo et al., 2008). Esse gênero da família Poaceae foi trazido da África para o Brasil; sua área cultivada é estimada em 40 milhões de hectares somente no Cerrado. As principais espécies desse gênero participam com 87% das sementes comercializadas no Brasil, das quais as mais importantes são: B. brizantha, B. decumbens, B. humidicola e B. ruziziensis (binômios sinomizados em Urochloa brizantha, U. humidicola, U. decumbens; Karia et al., 2006).

No Brasil, as pastagens com braquiárias alimentam um rebanho de 170 milhões de cabeças de gado (Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística, 2006) e são constituídas principalmente por duas cultivares apomíticas: B. brizantha  cv. Marandu e B. decumbens  cv. Basilisk (Valle et al., 2004). A cultivar Marandu foi liberada pela Embrapa em 1983, para atender a demanda por cultivares resistentes à cigarrinha-das-pastagens, e é hoje o capim mais plantado no Brasil (Araújo et al., 2008). A progênie resultante da reprodução apomítica é constituída por clones idênticos à planta-mãe (Ozias-Akins, 2006; Tucker & Koltunow, 2009), o que implica baixa diversidade genética. As únicas fontes de diversidade dessa população apomítica facultativa são mutações somáticas ou ocorrência de fecundação nos sacos embrionários do tipo Polygonum, característicos de plantas sexuais. No caso de B. brizantha  cv. Marandu, 2% dos sacos embrionários são deste tipo, enquanto os demais são do tipo Panicum, característicos de apomíticos apospóricos (Araujo et al., 2000). Como consequência, alterações ambientais ou doenças podem danificar drasticamente a população, cuja adaptação a mudanças baseia-se em eventos de rara ocorrência. Assim, a baixa variabilidade genética das pastagens brasileiras, constituídas principalmente de plantas apomíticas, torna-as mais vulneráveis a doenças e pragas.

A apomixia em Brachiaria é classificada como apospórica pseudogâmica, ou seja, a polinização é necessária para a fertilização do núcleo polar e a formação do endosperma. O embrião, no entanto, desenvolve-se de modo autônomo, diretamente da oosfera não reduzida (Araujo et al., 2000; Alves et al., 2001). A viabilidade dos grãos de pólen das plantas apomíticas permite que elas sejam usadas para fecundação de plantas sexuais, em programas de melhoramento. No entanto, diferenças de ploidia entre as plantas sexuais (diploides) e apomíticas (poliploides) dificultam a obtenção de novas combinações gênicas (Valle et al., 2004). Estudos vêm sendo realizados na cultura in vitro de células e tecidos de braquiária, para duplicação de plantas sexuais por aplicação de colchicina (Pinheiro et al., 2000; Araujo et al., 2005). Além disso, atualmente pode-se recorrer a estratégias de engenharia genética para incorporar características de interesse presentes no pool gênico do gênero ou da natureza de modo geral (Carneiro & Dusi 2002; Valle et al., 2004). Além do isolamento e caracterização de genes de interesse, a engenharia genética de plantas requer o estabelecimento prévio de técnicas de cultura in vitro, para a implementação de técnicas de transformação genética.

O método de regeneração de Brachiaria spp. por embriogênese somática (Tohme et al., 1996) foi desenvolvido para, posteriormente, estabelecer-se a técnica de transformação por biobalística (Lenis-Manzano, 1998). Essa técnica tem sido aprimorada em diferentes aspectos, como determinação dos melhores vetores para transformação (Silveira et al., 2003), alterações em meios de cultivo (Silveira et al., 2003; Cabral et al., 2006; Oliveira et al., 2008) e ampliação da gama de explantes iniciais da cultura in vitro (Pinheiro et al., 2000; Cabral et al., 2008). A importância do conhecimento do processo de desenvolvimento de embriões somáticos está em contribuir para o aperfeiçoamento das técnicas de cultura de tecidos e para o estabelecimento de parâmetros físicos da transformação por biobalística, como posicionamento dos explantes nas placas de Petri e direcionamento dos tiros.

O objetivo do presente trabalho foi descrever morfologicamente o processo de embriogênese somática de U. brizantha, estabelecido a partir da cultura in vitro de embriões extraídos de sementes maduras de U. brizantha  cv. Marandu.

 

Material e Métodos

Foram usadas sementes do genótipo U. brizantha  cv. Marandu apomítica tetraploide (2n = 4x = 36), código de registro BRA 000591 no Banco Ativo de Germoplasma de Brachiaria da Embrapa Gado de Corte, Campo Grande, MS. Este trabalho utiliza o nome veiculado na Lista de Espécies da Flora do Brasil (Shirasuna, 2010). As sementes (Figura 1) escarificadas foram desinfestadas por imersão em etanol 70% (v/v), por 2 min, e hipoclorito de sódio 2,5% (v/v), por 15 min, seguida de quatro a cinco lavagens em água bidestilada autoclavada. As sementes foram mantidas por 20 min em água estéril. Os embriões (Figura 1) foram extraídos e dispostos em placas de Petri (60x15 mm) com 15 mL de meio de indução de calos M1.

 

 

Foram utilizados, para a cultura de tecidos, os seguintes meios: de indução de calos M1 - sais de MS (Murashige & Skoog, 1962), 2 mg de 2,4-D (ácido 2,4 dicloro-fenoxiacético), 0,2 mg de BAP (6-benzilaminopurina), 100 mg de caseína hidrolisada, 30 g de sacarose, 6,5 g de Phytagel em 1 L de água bidestilada, pH 5,7; e de regeneração - sais de MS (Murashige & Skoog, 1962), 5 mL de vitaminas de MS 100 x, 10 mg de inositol, 0,1 mg de ANA (ácido naftaleno acético), 0,4 mg de KIN (cinetina), 30 g de sacarose, 5 g de Phytagel em 1 L de água bidestilada, pH 5,7. O Phytagel foi acrescentado após ajuste de pH. Os meios foram distribuídos em frascos de Erlenmeyer (500 mL em frascos de 1 L) e autoclavados a 120°C e 15.000 lbs pol-2 de pressão, por 15 min e, em seguida, distribuídos em placas de Petri (Lenis-Manzano, 1998).

Para a indução de calos, os explantes permaneceram a 27°C, por 20-30 dias, em meio M1, na ausência de luz. À medida que os calos embriogênicos formavam-se, eles eram separados delicadamente do embrião maduro e dos calos friáveis. Os calos embriogênicos foram transferidos para o meio de regeneração e mantidos a 27°C sob fotoperíodo de 16 horas, com uso de lâmpadas fluorescentes. Após duas semanas, as plântulas regeneradas com 7-10 cm de comprimento foram transplantas para sacos de plástico, com terra previamente autoclavada, e mantidas em casa de vegetação da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, Brasília, DF.

Em diferentes momentos do cultivo in vitro, os embriões de U. brizantha  cv. Marandu e os calos derivados foram processados, para análises morfológicas em microscopia de luz. As coletas foram realizadas no momento do isolamento do embrião após 3, 5, 7, 14, 20, 25 e 30 dias de cultivo. As amostras foram incubadas em solução de FAA [formaldeído (40%): ácido acético glacial: etanol (50%), a 5:5:90 v/v/v] a 4ºC, por 24 horas, desidratadas em concentrações crescentes de etanol (50, 70, 90 e 100%), por 15 min em cada solução, e 1 hora em etanol 100%, clarificadas em xilol e incluídas em Paraplast X-Tra Tissue Embedding Medium (McCormick Scientific, St. Louis, EUA).

Secções seriadas semifinas (6 μm de espessura) foram obtidas em micrótomo Leica (Microsystems GmbH, Wetzlar, Alemanha) e montadas em lâminas histológicas recobertas com lisina. Após remoção do Paraplast, as secções foram coradas com safranina a 2% e solução etanólica de verde rápido a 2%. Para cada etapa de coleta de amostras, foram preparadas 30 lâminas. As secções foram analisadas e documentadas em microscópio de luz Zeiss Axiophot (Carl Zeiss MicroImaging GmbH, Jena, Alemanha).

 

Resultados e Discussão

Embriões de sementes maduras de U. brizantha  cv. Marandu (Figura 1), em meio M1, após uma semana de cultura no escuro, produziram massa de calos translúcidos e sem poder regenerativo: os calos friáveis (Figura 2 A). Uma a duas semanas depois, os embriões desenvolveram estruturas brancas (calos embriogênicos), compactas e com poder regenerativo (Figura 2 B). Os calos foram transferidos para o meio de regeneração. Após uma semana, os embriões desenvolveram-se em plântulas completas (Figura 2 C).

 

 

A frequência de formação de calos embriogênicos, em relação ao número de embriões com inoculação, foi de 76%, o que é similar às obtidas com outras espécies, nas mesmas condições de indução de calos. O papel fundamental do 2,4-D para a indução de calos foi observado em diferentes monocotiledôneas (Tohme et al., 1996; Lenis-Manzano, 1998; Lamb et al., 2002; Jimenez, 2005; Vasil, 2005; Campos et al., 2009). Neste trabalho, o papel dos reguladores de crescimento na proliferação, manutenção e diferenciação dos calos, em cultura de tecidos de U. brizantha, seguiu o padrão descrito anteriormente em outras espécies: alto conteúdo de auxina e baixo de cinetinas para a produção de calos; baixa ou nenhuma quantidade de auxina; e aumento de cinetinas para a regeneração e obtenção de brotos.

A eficiência da embriogênese somática depende da capacidade de morfogênese do explante colocado em cultura. Em sementes completas das mesmas espécies, Tohme et al. (1996) observaram que a eficiência chega a um máximo de 65%, mas sugeriram que melhor resposta poderia ser obtida em embriões isolados, como no presente trabalho (76%).

Os calos embriogênicos, fracionados entre 0,5 e 1 cm2, formaram tantas plântulas quanto o número de calos colocados em meio de regeneração após quatro ou cinco semanas. Esses resultados são semelhantes aos de outras gramíneas (Lamb et al., 2002; Zhang et al., 2006; Yu et al., 2008; Campos et al., 2009), com as quais foi obtida regeneração eficiente de embriões maduros.

Foram constatados embriões do tipo panicoide, sem epiblasto (Figura 3 A). Esses são os primeiros relatos de características histológicas de embriões de U. brizantha em cultivo in vitro. As alterações morfológicas iniciais foram observadas depois de três dias da colocação dos embriões em meio M1, como alongamento do embrião e proliferação celular nos tecidos adjacentes à porção interna do escutelo (Figura 3 B). Divisões de células originárias do escutelo levaram à formação de calos friáveis (Figura 3 C, D). Observou-se, também, maior vacuolização e consequente aumento no volume das células, 5 a 7 dias após a colocação em meio de cultura M1 (Figura 3 C). Após 14 a 20 dias de cultivo, pequenos grupos de proembriões foram detectados na periferia do escutelo, e foi possível visualizar calos embriogênicos (Figuras 3 D, E). A formação de calos embriogênicos foi inicialmente detectada perto do procâmbio do escutelo e, posteriormente, em sua periferia, pela presença de proembriões. Os embriões somáticos desenvolvidos mostraram diferenciação do coleóptilo e ápice da raiz (Figura 3 F) e, após três semanas, sistema vascular. Entre 20 e 30 dias de cultivo, embriões em diferentes estágios de desenvolvimento foram encontrados. O número e o volume de calos morfogênicos decresceram, e zonas meristemáticas com proliferação celular no interior dos calos foram detectadas (Figuras 2 A, B). Depois de duas semanas, as plântulas regeneradas de 7 a 10 cm de comprimento foram levadas à casa de vegetação (Figura 2 C). A embriogênese somática aconteceu entre três e quatro semanas após a colocação no meio de cultura, o que é considerado um período longo (Vasil & Vasil, 1982).

Verificou-se que a posição apropriada para colocar embriões no meio de cultura deve ser mantendo-se o escutelo voltado para cima, e não em contato com o meio. Outros autores também verificaram que o posicionamento do explante no meio de cultura influencia a resposta de calos embriogênicos em Calotropis gigantea (Roy & De, 1990).

Este trabalho demonstra que os embriões somáticos de U. brizantha, em meio de regeneração, têm origem em células provenientes do escutelo, assim como em outras gramíneas forrageiras (Botti & Vasil, 1984; Lu & Vasil, 1985). Após os primeiros dias da cultura em meio de indução de calos M1, as células meristemáticas ou células derivadas de tecidos, como o internó do escutelo ou tecidos próximos a ele no embrião, sofreram aumento do volume e intensa vacuolização (Figura 3). Do mesmo modo, O'Hara & Street (1978), em trabalho pioneiro de morfologia em gramíneas, demonstraram que a formação de calos embriogênicos em trigo só inicia-se quando o explante contém células meristemáticas derivadas do internó. Esse crescimento celular é atribuído à rápida metabolização do 2,4-D, que leva ao espessamento das paredes celulares e à diferenciação irreversível em embriões somáticos (Vasil, 1988).

A determinação da origem das células formadoras dos calos embriogênicos em embriões, realizada no presente trabalho, poderá auxiliar no direcionamento do trabalho de cultura de tecidos com vistas ao aprimoramento do processo de transformação genética. Observou-se que a formação de calos embriogênicos e embriões somáticos inicia-se pela divisão celular no escutelo e amplia-se até sua periferia. Em trigo, foi observado que os embriões somáticos são formados em embriões imaturos, pela proliferação das camadas eptelial e subepitelial do escutelo (Vasil, 2007). As células embriogênicas de U. brizanha apresentam parede celular delgada, citoplasma denso e vacúolos numerosos e pequenos, e estão organizadas em pequenos pacotes compactos. Os embriões somáticos originam-se direta ou indiretamente de células individuais, perto do internó do escutelo, conforme descrito em diferentes cereais (Vasil, 1988). Em estudos realizados em cultivo de embriões maduros de Panicum, Lu & Vasil (1985) sugeriram que os embriões somáticos surgem da proliferação indiferenciada das células do parênquima e da região do escutelo, como observado em U. brizantha.

A descrição morfológica da formação de embriões somáticos em U. brizantha, realizada no presente trabalho, contribuirá para a manipulação das condições favoráveis de cultura de tecidos e transformação de plantas, para o desenvolvimento de estratégias de biotecnologia que poderão contribuir à ampliação da variabilidade genética de forragens no Brasil.

 

Conclusões

1. Embriões das sementes de Urochloa brizantha  cv. Marandu são do tipo panicoide, e não apresentam epiblasto.

2. Embriões extraídos de sementes maduras de Urochloa brizantha  cv. Marandu constituem explante adequado para a regeneração in vitro.

3. A formação de calos embriogênicos e embriões somáticos têm origem no escutelo e se estende para a periferia de embriões maduros de Urochloa brizantha  cv. Marandu, nas condições experimentais usadas.

4. A regeneração in vitro de plântulas, a partir de embriões extraídos de sementes maduras de Urochloa brizantha  cv. Marandu, dá-se por embriogênese somática a partir de células meristemáticas do escutelo.

 

Agradecimentos

À Dra. Diva Maria de Alencar Dusi, pelas discussões e leitura crítica do artigo. Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico, pela concessão de bolsa de estudos à primeira autora e pelo financiamento parcial da pesquisa.

 

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Recebido em 22 de setembro de 2009 e aprovado em 9 de abril de 2010

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