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Composição centesimal do leite humano e caracterização das propriedades físico-químicas de sua gordura

Centesimal composition of human milk and physico-chemical properties of its fat

Resumo

Human milk fat is essential for development of newborn infants. Many studies detail chemical characteristics of human milk fat; however there are no studies about its physical properties. The objective of this work was to analyze the centesimal composition of human milk and to compare the calculated energy value with the estimated energy by the creamatocrit method. Chemical composition and physical properties of human milk lipids and Betapol - a structured lipid - were also studied. The results showed that energy values of human milk estimated by creamatocrit and calculated by the centesimal composition didn't present significant correlation. Human milk lipids and Betapol presented distinct physico-chemical properties.

human milk; creamatocrit; Betapol


human milk; creamatocrit; Betapol

ARTIGO

Composição centesimal do leite humano e caracterização das propriedades físico-químicas de sua gordura

Centesimal composition of human milk and physico-chemical properties of its fat

Roberta Claro da SilvaI; Jonas Peixoto EscobedoI; Luiz Antonio GioielliI, * * e-mail: lagio@usp.br ; Virgínia Spinola QuintalII; Silvia Maria IbidiII; Edna Maria AlbuquerqueII

IDepartamento de Tecnologia Bioquímico-Farmacêutica, Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Universidade de São Paulo, Av. Prof. Lineu Prestes, 580, 05508-900 São Paulo SP, Brasil

IIDepartamento de Pediatria, Hospital Universitário, Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo, Av. Prof. Lineu Prestes, 2565, 05508-900 São Paulo - SP, Brasil

ABSTRACT

Human milk fat is essential for development of newborn infants. Many studies detail chemical characteristics of human milk fat; however there are no studies about its physical properties. The objective of this work was to analyze the centesimal composition of human milk and to compare the calculated energy value with the estimated energy by the creamatocrit method. Chemical composition and physical properties of human milk lipids and Betapol – a structured lipid - were also studied. The results showed that energy values of human milk estimated by creamatocrit and calculated by the centesimal composition didn't present significant correlation. Human milk lipids and Betapol presented distinct physico-chemical properties.

Keywords: human milk; creamatocrit; Betapol.

INTRODUÇÃO

O leite humano é o único alimento energético, nutricional e imunológico consumido em quantidades suficientes pelos recém-nascidos1,2. O aleitamento materno fortalece a imunidade, mantém o crescimento e desenvolvimento normais, melhora o processo digestivo no sistema gastro-intestinal, favorece o vínculo mãe-filho e facilita o desenvolvimento emocional, cognitivo e do sistema nervoso2-4 .

O leite humano contém de 3 a 5% de lipídios, dentre os quais 98% são de triacilgliceróis, 1% de fosfolipídios e 0,5% de esteróis5. Os lipídios apresentam-se na forma de glóbulos de cerca de 4 µm de diâmetro em emulsão do tipo óleo em água, que é estabilizada por uma membrana contendo fosfolipídios e proteínas6 . Cerca de 50% do valor calórico total do leite humano é proveniente da gordura, que é fonte de colesterol, ácidos graxos essenciais e vitaminas lipossolúveis7. O conteúdo de ácidos graxos insaturados no leite humano é maior que no de leite de vaca8.

As proteínas do leite humano são qualitativamente diferentes das do leite de vaca. Do conteúdo protéico no leite humano, 80% é lactoalbumina, enquanto que no leite de vaca essa proporção é de caseína. A relação proteínas do soro/caseína no leite humano é aproximadamente 80/20, enquanto a no leite bovino é 20/80. A baixa concentração de caseína no leite humano resulta na formação de coalho gástrico mais leve, com flóculos de mais fácil digestão e com reduzido tempo de esvaziamento gástrico. O leite humano contém também, diferentemente do leite de vaca, maiores concentrações de aminoácidos essenciais de alto valor biológico (cistina e taurina) que são fundamentais ao desenvolvimento do sistema nervoso central. Isso é particularmente importante para o prematuro, que não consegue sintetizá-los a partir de outros aminoácidos por deficiência enzimática9.

A partir da década de 70, com o incentivo ao aleitamento materno, houve crescimento na pesquisa sobre o leite humano10. Assim, as nutrizes foram incentivadas a ordenhar e doar o excesso de leite produzido, ficando os bancos de leite humano responsáveis pela atividade de coleta, processamento e controle de qualidade de colostro e leite humano, para posterior distribuição11.

O leite humano ordenhado contém, aproximadamente, 40 g de gordura/L e 700 kcal/L. Um dos métodos para o controle de qualidade do leite humano é o crematócrito, um micrométodo rápido através do qual se determina a quantidade de creme e se estimam a concentração de gordura e o conteúdo energético de uma amostra12. O método de Lucas et al.13 é o mais utilizado, sendo recomendado pela Rede Nacional de Bancos de Leite.

Mesmo com todo o esforço, os bancos de leite ainda utilizam fórmulas infantis para suplementação da alimentação de recém-nascidos. As fórmulas infantis disponíveis no mercado utilizam em sua composição fontes lipídicas de origem vegetal que têm a estrutura de triacilgliceróis diferente da gordura do leite humano, levando a perdas na absorção de nutrientes. Como as gorduras disponíveis na natureza não possuem tal estrutura, a alternativa seria a utilização de gorduras modificadas por interesterificação.

A empresa Loders & Croklaan comercializa um sucedâneo da gordura do leite humano que tem o nome comercial BETAPOLTM e se baseia na modificação enzimática de tripalmitoilglicerol e óleo de girassol14. Shimada et al.15 sintetizaram 1,3-araquidonoil-2-palmitoil-glicerol pela acidólise da estearina de palma com ácido araquidônico usando a lípase sn-1,3 específica de Rhizopus delemar. No Japão, Akimoto et al.16 patentearam um método enzimático similar para produzir sucedâneo da gordura do leite humano rico em ácidos graxos poliinsaturados. Christensen e Holmer17, utilizando a enzima sn-1,3 específica de Rhizomucor miehei, conduziram a produção de lipídios estruturados a partir da manteiga obtendo gordura semelhante à do leite humano quanto à composição de ácidos graxos e à sua posição na cadeia dos triacilgliceróis. Os ácidos graxos saturados do leite humano constituem cerca de 41%, sendo predominante o ácido palmítico. Dentre os insaturados, o oléico e o linoléico estão presentes em maior quantidade. Contudo, pouco se conhece sobre as propriedades físicas da gordura do leite humano.

Este trabalho teve por objetivo analisar a composição centesimal de amostras de leite humano e comparar o valor energético estimado pelo método de crematócrito com o calculado a partir da composição centesimal. Também teve por finalidade caracterizar a gordura do leite humano e um sucedâneo da gordura do leite humano, quanto à composição química e propriedades físicas.

PARTE EXPERIMENTAL

Amostras

As atividades referentes à pesquisa com leite humano e a sua manipulação foram aprovadas pelos Comitês de Ética em Pesquisa com Seres Humanos do Hospital Universitário (HU/USP) e da Faculdade de Ciências Farmacêuticas (FCF/USP).

Foram utilizadas amostras de leite materno provenientes de 32 mães em diferentes estágios de lactação, sendo que 19 estavam na fase de colostro e 13 no estágio de leite maduro. As amostras foram doadas pelo Banco de Leite do Hospital Universitário USP-SP.

O leite foi pasteurizado (62,5 ºC por 30 min) e armazenado sob congelamento.

Para a análise das propriedades físicas, a fase gordurosa foi separada de 20 L de leite em diferentes fases de lactação, utilizando centrífuga contínua de pratos cônicos Alfa-Laval, obtendo-se o creme de leite (emulsão óleo em água). Este, por sua vez, foi transformado em emulsão água em óleo utilizando batedeira planetária. A fase gordurosa da emulsão água em óleo foi separada por fusão à temperatura de 70 ºC, seguida por decantação e filtração em papel de filtro. A gordura assim obtida foi armazenada sob congelamento.

O produto Betapol foi gentilmente doado pela empresa Loders Croklaan, divisão de Lipid Nutrition (Holanda).

Métodos

Os teores de lipídios, umidade, cinzas e proteína foram obtidos pela utilização da metodologia do Instituto Adolfo Lutz18 , em triplicata. Os carboidratos foram determinados por diferença.

A gordura obtida a partir do leite humano foi analisada quanto à acidez18; índice de iodo, calculado a partir da composição em ácidos graxos (método AOCS Cd 1c-85)19; diâmetro e número dos cristais, por microscopia sob luz polarizada20-23; pontos de fusão e amolecimento19 (métodos AOCS Cc 1-25 e Cc 3-25); consistência24 e conteúdo de gordura sólida (método AOCS Cd 16-81)19. A preparação de ésteres metílicos de ácidos graxos foi realizada seguindo a metodologia de Hartman e Lago25. A determinação da composição em ácidos graxos foi realizada em cromatógrafo a gás Varian GC, modelo 3400CX nas condições descritas por Díaz Gamboa e Gioielli24.

A análise de crematócrito foi realizada pelo Hospital Universitário da USP, segundo a metodologia indicada pela Rede Nacional de Bancos de Leite12. O método do crematócrito consiste na centrifugação do leite humano por 15 min, para a separação do creme e do soro do leite. O creme ocupa a parte posterior do capilar e corresponde à fração de coloração mais densa. O soro, de aspecto menos viscoso, fica abaixo do creme. Com auxílio de uma régua milimetrada mede-se o comprimento da coluna de creme (mm) e da coluna total do produto (coluna de creme + coluna de soro, expressos em mm). De posse destes valores, empregando as fórmulas abaixo, obtém-se:

Energia (kcal/L)=66,8 x teor de creme (%) + 290

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Composição centesimal

A composição média obtida para o leite humano nos estágios de colostro e maduro é apresentada na Tabela 1. Os valores obtidos para proteína e carboidratos estão próximos aos citados na literatura26-28 . Entretanto, a média dos teores lipídicos das amostras apresentou-se abaixo do esperado. Os valores encontrados na literatura indicam teores superiores a 3% de lipídios totais12,26. Esta diminuição pode ter ocorrido devido ao complexo processo: pré-estocagem, congelamento, descongelamento, pasteurização, novo congelamento, novo descongelamento e aquecimento a que o leite foi submetido. Durante todo esse processo são verificadas perdas energéticas significativas, principalmente no teor de gordura, principal fonte calórico-energética do leite humano. Os processos de congelamento e descongelamento, por sua vez, acarretam rompimento das membranas dos glóbulos de gordura, propiciando sua coalescência e facilitando sua aderência às paredes dos frascos armazenadores12,29. Assim, o crematócrito medido nas amostras descongeladas pode resultar em baixos valores de lipídios, provavelmente devido à lipólise do leite humano29.

O desvio padrão do valor energético das amostras a partir do crematócrito foi maior que a partir da composição centesimal (Tabela 2). A faixa de valor energético estimada pelo crematócrito variou de 40,5 a 97,2 kcal/100 g para o colostro e de 42,1 a 84,6 kcal/100 g para o leite maduro. Por outro lado, o valor energético calculado a partir da composição centesimal variou de 44,8 a 73,1 kcal/100 g para o colostro e de 39,6 a 59,8 kcal/100 g para o leite maduro.

Os valores de energia calculados pelo método do crematócrito e a partir da composição centesimal foram correlacionados separadamente (colostro e maduro). Os resultados mostraram que os valores energéticos estimados pelos dois métodos não apresentaram correlação significativa, embora outros trabalhos da literatura indiquem o contrário13,29,30.

Por outro lado, a correlação linear entre o valor energético estimado pelo crematócrito e o teor lipídico obtido na composição centesimal foi significativa, sendo que o R2 foi de 0,57 para o colostro e de 0,75 para o leite maduro. Esta alta correlação também foi encontrada por Wang et al.29 e Meier et al.31.

As médias dos valores energéticos estimados pelo crematócrito e calculadas a partir da composição centesimal (Tabela 2) estiveram bem próximas para o colostro, e coerentes com os valores citados por Bortolozo et al.28, que encontraram média de 57,36 ± 8,37 kcal/100 g, e por Hosoi et al.27, que obtiveram média de 57,1 ± 8 kcal/100 g.

Contrariando a literatura32-34, neste trabalho foram obtidos maiores valores energéticos no colostro que no leite maduro (Tabela 2), embora os resultados possam ser considerados estatisticamente iguais em função do alto desvio padrão.

Os lipídios são os componentes mais variáveis na composição do leite humano e sua quantidade pode variar em função do período de lactação (colostro e maduro), do período da mamada (diurno ou noturno) e ao longo de cada mamada (leite do início e do fim)5.

Propriedades físico-químicas da gordura do leite humano e do BetapolTM

A acidez da gordura do leite humano apresentou valor relativamente alto, de 2,84 g ácido oléico/100 g amostra, embora não tenham sido encontrados na literatura dados correspondentes. O tempo entre a coleta das amostras, manipulação e armazenamento são fatores que possivelmente acarretam danos hidrolíticos às amostras, causados possivelmente pela ação de lipases que estão naturalmente presentes no leite humano5. O BetapolTM apresentou acidez de 0,05 g ácido oléico/100 g, valor coerente com as especificações do produto.

Os valores encontrados para a composição em ácidos graxos por cromatografia gasosa (Tabela 3) estão adequados às especificações fornecidas pelo fabricante do Betapol. Em relação ao leite humano, a composição em ácidos graxos situou-se na faixa encontrada na literatura34-36, com exceção dos ácidos oléico e linoléico. Mesmo sendo uma gordura exclusivamente vegetal, o BetapolTM possui 52% de ácidos graxos saturados, sendo rica nos ácidos láurico, palmítico, oléico e linoléico. Por outro lado, a gordura do leite humano apresentou-se rica nos ácidos palmítico, oléico e linoléico, com 44% de ácidos graxos saturados.

As médias obtidas para os pontos de fusão e amolecimento da gordura do leite humano foram de 34,8 e 31,5 ºC, respectivamente, e encontram-se próximas ao valor descrito pela literatura, que é de 32 ºC34. As médias para os pontos de fusão e amolecimento do BetapolTM foram de 32,1 e 26,9 ºC, respectivamente, sendo de 3 a 4 ºC abaixo dos valores da gordura do leite humano.

A Figura 1 apresenta a consistência das amostras em diversas temperaturas. O aumento de temperatura provocou queda brusca na consistência do Betapol™ e do leite humano devido à fusão gradual dos cristais e conseqüente destruição da rede cristalina, que confere plasticidade à gordura. Assim, as amostras apresentaram-se mais plásticas a temperaturas entre 15 e 20 ºC37.


O comportamento de consistência e conteúdo de gordura sólida (Figura 2) das amostras foi bastante semelhante. Em baixas temperaturas (5 e 10 ºC) o Betapol apresentou-se como uma gordura mais consistente que a do leite humano (Figura 1), o que foi confirmado pelo comportamento da curva de conteúdo de gordura sólida (Figura 2). Com o aumento da temperatura, o Betapol tornou-se uma gordura mais macia que a do leite humano, tendo o conteúdo de gordura sólida acompanhado esse mesmo comportamento.


O conteúdo de gordura sólida e a consistência apresentaram alta correlação, tanto para a gordura do leite humano como para o Betapol, com R2 de 0,97 e 0,98, respectivamente.

Quando o conteúdo de gordura sólida é baixo, ao redor de 3 a 5%, a consistência é igual a zero. Isto mostra que quando o teor de sólidos na gordura é muito baixo, o material apresenta-se como um líquido viscoso, ao invés de se comportar como uma gordura plástica. Quando a proporção de gordura no estado sólido é maior que cerca de 5%, o óleo líquido é imobilizado pela matriz cristalina, tornando a gordura plástica38,39.

A Tabela 4 apresenta o diâmetro médio e o número de cristais observados por microscopia sob luz polarizada. Como a velocidade de nucleação aumenta exponencialmente com o aumento da supersaturação, enquanto a velocidade de crescimento dos cristais aumenta linearmente com a supersaturação, o número de cristais aumenta e o tamanho dos cristais diminui quando a cristalização ocorre a baixas temperaturas, o que pode ser observado na Tabela 440,41.

A Figura 3 apresenta a estrutura cristalina das amostras, por cristalização lenta na faixa de temperatura de 15 a 25 ºC. O leite humano e o BetapolTM apresentaram cristalização homogênea e granular a 15 ºC. O aumento da temperatura produziu aglomerados de cristais a 20 ºC, com a formação de esferulitos mais organizados a 25 ºC. Estes esferulitos podem ser classificados como do tipo A, pois apresentam cristais com núcleo compacto, cercados de agulhas longas e finas, distribuídas radialmente40. Para a gordura do leite humano, os esferulitos podem corresponder à forma polimórfica b, pois o alto nível de ácido palmítico na posição sn-2 da gordura do leite35,39,42 torna os triacilgliceróis com estrutura molecular homogênena. Por outro lado, os esferulitos do Betapol mostraram-se opticamente ativos ("axial crosses"), que possivelmente representam cristalização na forma polimórfica b-prima, pois o produto Betapol apresenta alto teor de ácido láurico, o que torna os triacilgliceróis com estrutura molecular mais heterogênea.


CONCLUSÕES

Os valores de energia calculados pelo método do crematócrito e a partir da composição centesimal não apresentaram correlação significativa. Por outro lado, a correlação entre o valor energético estimado pelo crematócrito e o teor lipídico foi significativa.

O Betapol apresentou menores consistência, conteúdo de gordura sólida e pontos de fusão e amolecimento que a gordura do leite humano. Os comportamentos de cristalização também foram diferentes.

AGRADECIMENTOS

À FAPESP, CNPq e CAPES, pelo apoio financeiro e bolsas concedidas aos autores.

REFERÊNCIAS

1. Almeida, J. A. G.; Amamentação: um híbrido natureza-cultura, Ed. Fiocruz: Rio de Janeiro, 1999.

2. Nobrega, F. J.; Campos, A. L. R.; Distúrbios nutricionais e fraco vínculo mãe/filho, Revinter: Rio de Janeiro, 1996.

3. Anderson, J. W.; Johnstone, B. M.; Ramley, D. T.; Am. J. Clin. Nutr. 1999, 70, 525.

4. Uauy, R.; Mena, P.; Nutr. Rev. 2001, 59, 34.

5. Jensen, R.G.; Lipid Technology 1998, 3, 34.

6. Christie, W. W.; Advanced dairy chemistry 2 Lipids, Chapman & Hall: London, 1995.

7. Innis, S. M.; Dyer, R.; Nelson, C. M.; Lipids 1994, 29, 8.

8. Silva, M. H. L.; Silva, M. T. C.; Brandão, S. C. C.; Gomes, J. C.; Peternelli, L. A.; Franceschini, S. C. C.; Food Chem. 2005, 93, 297.

9. http://www.aleitamento.org.br/manual/composi.htm, acessada em Março 2006.

10. Wright, A. J.; Hartel, R. W.; Narine, S. S.; Marangoni, A. G.; J. Am. Oil Chem. Soc. 2000, 77, 463.

11. Gibbs, J. H.; Fischer, C.; Bhattacharya, S.; Goddard, P.; Baum, J. D.; Early Hum. Dev. 1977, 1, 227.

12. Cavalcante, J. L. P.; Telles, F. J. S.; Peixoto, M. M. L. V.; Rodrigues, R. C. B.; Ciênc. Tecnol. Alim. 2005, 25, 105.

13. Lucas, A.; Gibbs, J. A. H.; Cyster, R. L. J.; Baun, J. D.; Br. Med. J. 1978, 1, 1018.

14. Quilan, P.; Moore, S.; Inform 1993, 4, 580.

15. Shimada, Y.; Nagao, T.; Hamasaki, Y.; Akimoto, K.; Sugihara, A.; Fujikawa, S.; Komemushi, S.; Tominaga, Y.; J. Am. Oil Chem. Soc. 2000, 77, 89.

16. Akimoto, K.; Yamaguchi, T.; Fujikawa, S.; Europen Patent 0965 578 A1, 1999.

17. Christensen, T. C.; Holmer, G.; Milchwissenschaft 1993, 48, 543.

18. Instituto Adolfo Lutz; Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz, 3ªed., São Paulo, 1985.

19. American Oil Chemists Society; Official methods and recommended practices of the AOCS, 4thed Champaign, 1990.

20. Simões, I. S.; Gioielli, L.A.; Rev. Bras. Ciênc. Farm. 1999, 35, 259.

21. Simões, I. S.; Gioielli, L. A.; Braz. Arch. Biol. Technol. 2000, 43, 241.

22. Sotero-Solis, V. E.; Gioielli, L. A.; Alimentaria 2001, 38, 131.

23. Gioielli, L. A.; Simões, I. S.; Rodrigues, J. N.; J. Food Eng. 2003, 57, 347.

24. Díaz Gamboa, O. W.; Gioielli, L. A.; Grasas Aceites 2003, 54, 122.

25. Hartman-Lago, R. C. A.; Lab. Pract. 1993, 475, 494.

26. Vieira, A. A.; Moreira, M. E. L.; Rocha, A. D.; Pimenta, H. P.; Lucena, S. L.; J. Pediatr. 2004, 80, 490.

27. Hosoi, S.; Kazuhiro, H.; Daimatsu, T.; Kiyokawa, M.; Aikawa, T.; Watanabe, S.; Pediatrics International 2005, 47, 7.

28. Bortolozo, E. A. F.; Tiboni, E. B.; Candido L. M. B.; Rev. Panam. Salud Publica 2004, 16, 199.

29. Wang, C. D.; Chu, P. S.; Mellen, B. G.; Shenai, J. P.; J. Perinatol. 1999, 10, 343.

30. Collares, F. P.; Gonçalves, C. V.; Ferreira, J. S.; Food Chem. 1997, 60, 465.

31. Meier, P. P.; Engstrom, J. L.; Murtaugh, M. A.; Vasan, U.; Meier, W. A.; Shanler, R. J.; J. Perinatology 2002, 22, 623.

32. Goldfarb, M. F.; Savadone, M. S.; J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 1991, 12, 142.

33. Hamosh, M.; Bitman, J.; Lipids 1992, 27, 848.

34. Blanc. B.; World Rev. Nutr. Diet. 1981, 36, 1-89.

35. Lien, E. L; Boyle, F. G.; Yuhas, R.; Tomarelli, R. M.; Quinlan, P.; J. Pediatric Gastroentereology & Nutrition 1997, 25, 167.

36. Christie, W. W.; Clapperton, J. L.; J. Soc. Dairy Tecnol. 1982, 35, 22.

37. Haighton, A. J.; J. Am. Oil Chem. Soc. 1959, 36, 345.

38. Larsson, K.; Lipids: Molecular organization, physical functions and technical applications, The Oil Press; Dundee, 1994, p. 7.

39. Silva, R. C.; Gioielli, L. A.; Rev. Bras. Ciênc. Farm. 2006, 42, 223.

40. Simões, I. S.; Gioielli, L. A.; Óleos Grãos 1999, 8, 20.

41. Timms, R. E. Em Developments in oils and fats; Hamilton, R. J., ed.; Blackie: London, 1995, p. 204.

42. Martin, J. C.; Bougnoux, P.; Antonie, J. M.; Lanson, M.; Couet, C.; Lipids 1993, 28, 637.

Recebido em 29/5/06; aceito em 1/2/07; publicado na web em 30/7/07

  • 1. Almeida, J. A. G.; Amamentação: um híbrido natureza-cultura, Ed. Fiocruz: Rio de Janeiro, 1999.
  • 2. Nobrega, F. J.; Campos, A. L. R.; Distúrbios nutricionais e fraco vínculo mãe/filho, Revinter: Rio de Janeiro, 1996.
  • 3. Anderson, J. W.; Johnstone, B. M.; Ramley, D. T.; Am. J. Clin. Nutr. 1999, 70, 525.
  • 4. Uauy, R.; Mena, P.; Nutr. Rev 2001, 59, 34.
  • 5. Jensen, R.G.; Lipid Technology 1998, 3, 34.
  • 6. Christie, W. W.; Advanced dairy chemistry 2 Lipids, Chapman & Hall: London, 1995.
  • 7. Innis, S. M.; Dyer, R.; Nelson, C. M.; Lipids 1994, 29, 8.
  • 8. Silva, M. H. L.; Silva, M. T. C.; Brandão, S. C. C.; Gomes, J. C.; Peternelli, L. A.; Franceschini, S. C. C.; Food Chem. 2005, 93, 297.
  • 10. Wright, A. J.; Hartel, R. W.; Narine, S. S.; Marangoni, A. G.; J. Am. Oil Chem. Soc. 2000, 77, 463.
  • 11. Gibbs, J. H.; Fischer, C.; Bhattacharya, S.; Goddard, P.; Baum, J. D.; Early Hum. Dev 1977, 1, 227.
  • 12. Cavalcante, J. L. P.; Telles, F. J. S.; Peixoto, M. M. L. V.; Rodrigues, R. C. B.; Ciênc. Tecnol. Alim. 2005, 25, 105.
  • 13. Lucas, A.; Gibbs, J. A. H.; Cyster, R. L. J.; Baun, J. D.; Br. Med. J. 1978, 1, 1018.
  • 14. Quilan, P.; Moore, S.; Inform 1993, 4, 580.
  • 15. Shimada, Y.; Nagao, T.; Hamasaki, Y.; Akimoto, K.; Sugihara, A.; Fujikawa, S.; Komemushi, S.; Tominaga, Y.; J. Am. Oil Chem. Soc. 2000, 77, 89.
  • 16. Akimoto, K.; Yamaguchi, T.; Fujikawa, S.;
  • 17. Christensen, T. C.; Holmer, G.; Milchwissenschaft 1993, 48, 543.
  • 18. Instituto Adolfo Lutz; Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz, 3Şed., São Paulo, 1985.
  • 19. American Oil Chemists Society; Official methods and recommended practices of the AOCS, 4thed Champaign, 1990.
  • 20. Simões, I. S.; Gioielli, L.A.; Rev. Bras. Ciênc. Farm. 1999, 35, 259.
  • 21. Simões, I. S.; Gioielli, L. A.; Braz. Arch. Biol. Technol 2000, 43, 241.
  • 22. Sotero-Solis, V. E.; Gioielli, L. A.; Alimentaria 2001, 38, 131.
  • 23. Gioielli, L. A.; Simões, I. S.; Rodrigues, J. N.; J. Food Eng 2003, 57, 347.
  • 24. Díaz Gamboa, O. W.; Gioielli, L. A.; Grasas Aceites 2003, 54, 122.
  • 25. Hartman-Lago, R. C. A.; Lab. Pract. 1993, 475, 494.
  • 26. Vieira, A. A.; Moreira, M. E. L.; Rocha, A. D.; Pimenta, H. P.; Lucena, S. L.; J. Pediatr 2004, 80, 490.
  • 27. Hosoi, S.; Kazuhiro, H.; Daimatsu, T.; Kiyokawa, M.; Aikawa, T.; Watanabe, S.; Pediatrics International 2005, 47, 7.
  • 28. Bortolozo, E. A. F.; Tiboni, E. B.; Candido L. M. B.; Rev. Panam. Salud Publica 2004, 16, 199.
  • 29. Wang, C. D.; Chu, P. S.; Mellen, B. G.; Shenai, J. P.; J. Perinatol 1999, 10, 343.
  • 30. Collares, F. P.; Gonçalves, C. V.; Ferreira, J. S.; Food Chem. 1997, 60, 465.
  • 31. Meier, P. P.; Engstrom, J. L.; Murtaugh, M. A.; Vasan, U.; Meier, W. A.; Shanler, R. J.; J. Perinatology 2002, 22, 623.
  • 32. Goldfarb, M. F.; Savadone, M. S.; J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr 1991, 12, 142.
  • 33. Hamosh, M.; Bitman, J.; Lipids 1992, 27, 848.
  • 34. Blanc. B.; World Rev. Nutr. Diet 1981, 36, 1-89.
  • 35. Lien, E. L; Boyle, F. G.; Yuhas, R.; Tomarelli, R. M.; Quinlan, P.; J. Pediatric Gastroentereology & Nutrition 1997, 25, 167.
  • 36. Christie, W. W.; Clapperton, J. L.; J. Soc. Dairy Tecnol 1982, 35, 22.
  • 37. Haighton, A. J.; J. Am. Oil Chem. Soc. 1959, 36, 345.
  • 38. Larsson, K.; Lipids: Molecular organization, physical functions and technical applications, The Oil Press; Dundee, 1994, p. 7.
  • 39. Silva, R. C.; Gioielli, L. A.; Rev. Bras. Ciênc. Farm. 2006, 42, 223.
  • 40. Simões, I. S.; Gioielli, L. A.; Óleos Grãos 1999, 8, 20.
  • 41. Timms, R. E. Em Developments in oils and fats; Hamilton, R. J., ed.; Blackie: London, 1995, p. 204.
  • 42. Martin, J. C.; Bougnoux, P.; Antonie, J. M.; Lanson, M.; Couet, C.; Lipids 1993, 28, 637.
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  • Datas de Publicação

    • Publicação nesta coleção
      11 Dez 2007
    • Data do Fascículo
      2007

    Histórico

    • Aceito
      01 Fev 2007
    • Recebido
      29 Maio 2006
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