Erigeron bonariensis: hospedeira alternativa do Lettuce mosaic virus no Brasil

Erigeron bonariensis: an alternative host of Lettuce mosaic virus in Brazil

COMUNICAÇÕES/COMMUNICATIONS

Erigeron bonariensis: hospedeira alternativa do Lettuce mosaic virus no Brasil

Erigeron bonariensis: an alternative host of Lettuce mosaic virus in Brazil

Alexandre L. R. Chaves^I; Marina R. Braun^I; Marcelo Eiras^I; Addolorata Colariccio^I; Silvia R. Galleti^II

^ILaboratório de Fitovirologia e Fisiopatologia, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Sanidade Vegetal, e-mail: [e-mail]

^IILab. de Microscopia Eletrônica, Instituto Biológico, Av. Conselheiro Rodrigues Alves, 1252, CEP 04014-002, São Paulo, SP

RESUMO

O gênero Erigeron (Asteraceae), de plantas da vegetação espontânea, encontra-se amplamente disseminado nas regiões Sul e Sudeste do Brasil, sendo freqüentemente encontrado em lavouras perenes e anuais. Plantas de E. bonariensis com sintoma de mosaico, típico do induzido por vírus, foram coletadas no município de São Paulo e submetidas a análises ao microscópio eletrônico de transmissão, testes biológicos, sorológicos e moleculares. Em cortes ultrafinos do tecido foliar original, observaram-se inclusões tubulares e cata-ventos dispersos no citoplasma. Através de inoculação mecânica, somente Chenopodium amaranticolor, C. quinoa, Nicotiana benthamiana e N. clevelandii foram infetadas. Os resultados obtidos em ELISA foram negativos quando se utilizaram antissoros contra o Turnip mosaic vírus (TuMV) e diferentes estirpes do Potato virus Y (PVY), constatando-se relacionamento sorológico com o Lettuce mosaic virus (LMV). Com a utilização de oligonucleotídeos específicos para LMV amplificaram-se fragmentos esperados de aproximadamente 280 pb, que seqüênciados confirmaram a identidade do vírus. A ocorrência do LMV em E. bonariensis, gênero da mesma família botânica da alface (Lactuca sativa), é de grande importância, pois talvez possa atuar como reservatório para infecção de campos de produção de alface. Este é o primeiro relato, no Brasil, de vírus infetando Erigeron sp., o qual só havia sido reportado como hospedeira natural do Bidens mottle virus (BiMoV) e do Tomato spotted wilt virus (TSWV) nos Estados Unidos.

Palavras-chave adicionais:Potyvirus, LMV, detecção, vegetação espontânea.

ABSTRACT

The genus Erigeron, Asteraceae family, comprises weed plants spread over Southern and Southeastern Brazil, and, frequently, is found among annual and perennial crop plants. Erigeron bonariensis L.plants showing symptoms of mosaic, similar to those caused by plant viruses, were collected in São Paulo State and submitted to electron microscopy, biological, serological and molecular analysis. Ultrathin sections of the original foliar tissues samples showed tubular and pinwheel inclusions dispersed in the cytoplasm of infected cells. Following transmission by mechanical inoculation, only Chenopodium amaranticolor, C. quinoa, Nicotiana benthamiana and N. clevelandii were infected. The ELISA results were negative with antisera against Turnip mosaic virus (TuMV) and Potato virus Y (PVY) and positive for Lettuce mosaic virus (LMV) antiserum. With specific primers to LMV, 280 bp fragments were amplified and sequenced, confirming the virus identity as LMV. The occurrence of LMV in E. bonariensis, which belongs to the lettuce (Lactuca sativa) family, is significant since it may also act as LMV reservoir for lettuce field crops. This is the first report in Brazil of a virus infecting Erigeron sp. which has also been reported as a natural host of Bidens mottle virus and Tomato spotted wilt virus in the United States.

No Brasil, devido à grande diversidade florística, o montante dos prejuízos ocasionados pelas plantas invasoras em áreas cultivadas é reconhecidamente maior, principalmente, pela dificuldade de controle. A interferência das plantas da vegetação espontânea sobre as culturas agrícolas se traduz em prejuízos diretos ocasionados pela alelopatia e competição com perdas de 30 a 40% e prejuízos indiretos difíceis de serem quantificados, por serem hospedeiras intermediárias de pragas e patógenos (Lorenzi, 2000).

Plantas da vegetação espontânea têm como características crescer em locais inóspitos, apresentar hábito agressivo, dispersão de sementes principalmente pelo vento, alta capacidade reprodutiva, resistência a controle químico e grandes populações ocupando extensas áreas; o que as tornam grandes fontes potenciais de inóculo de fitopatógenos para plantações de espécies comerciais, desempenhando papel fundamental na epidemiologia das doenças causadas por vírus como hospedeiras primárias e secundárias (Duffus, 1971). Diversas espécies da vegetação espontânea pertencentes às famílias Asteraceae, Amaranthaceae, Chenopodiaceae, Commelinaceae, Solanaceae, Fabaceae, Plantaginaceae, Malvaceae, Tropaeolaceae já foram descritas como hospedeiras naturais de fitovírus. Assim, é importante ressaltar que dos vírus já identificados no mundo, cerca de 15% foram descritos em espécies pertencentes à vegetação espontânea (Brunt et al., 1997).

Estas interações, por sua vez, devem ser investigadas para que se possa estabelecer as relações epidemiológicas entre os vírus, seus vetores e as culturas de importância econômica (Colariccio, 1996).

Potyviridae é a maior das famílias de fitovírus com espécies já relatadas tanto em plantas invasoras como cultivadas. Conta, atualmente, com 145 espécies, o que corresponde a 20% dos vírus que causam doenças em plantas (Shukla et al., 1994). Muitos vírus dessa família têm gama de hospedeiras restrita, tanto natural quanto experimental, freqüentemente confinado a poucas espécies vegetais pertencentes à mesma família botânica, mesmo gênero ou gêneros relacionados (Brunt et al., 1997).

Durante visitas técnicas realizadas em campo experimental de hortaliças, incluindo a alface (Lactuca sativa L.), situado no município de São Paulo, SP, plantas de Erigeron sp., família Asteraceae, da vegetação espontânea, conhecidas popularmente no Brasil como buva, voadeira ou rabo-de-foguete (Lorenzi, 2000), apresentando sintoma de mosaico foram coletadas (Figura 1). Para a correta identificação botânica, exemplares foram herborizados e enviados para o Instituto de Botânica de São Paulo.

Folhas infetadas, provenientes do material original, foram trituradas em tampão protetivo (TACM), pH 8,0 (3,02 g TRIS; 0,5g ácido ascórbico 0,1%; 0,5 g cisteina 0,1%; 2,5 ml mercapto-etanol 0,5%; 500 ml de água destilada) segundo Colariccio (1996). O inóculo foi friccionado em plantas sadias de 26 espécies de indicadoras pertencentes a sete famílias botânicas e mantidas em casa de vegetação para a observação posterior de sintomas. Plantas assintomáticas foram submetidas a testes de recuperação em plantas de Nicotiana benthamiana Domin. para verificar a possibilidade de infecção latente.

Para a avaliação da suscetibilidade do Erigeron sp. frente a outras espécies de fitovírus, plantas obtidas através de sementes (desta mesma espécie) foram mantidas em casa de vegetação e inoculadas com um isolado dos vírus: Cucumber mosaic virus (CMV), gênero Cucumovirus, família Bromoviridae; Lettuce mosaic virus (LMV), gênero Potyvirus, família Potyviridae; Potato virus Y "estirpe comum" (PVYº), gênero Potyvirus, família Potyviridae; Tomato chlorotic spot virus (TCSV), gênero Tospovirus, família Bunyaviridae; Tomato mosaic virus (ToMV), gênero Tobamovirus; e Tomato white necrosis virus (TWNV) gênero Tymovirus. Utilizaram-se dez plantas por isolado e uma testemunha. O inóculo foi padronizado em 1:1 (p:v), empregando-se o tampão TACM, conforme descrito anteriormente. Os tratamentos foram padronizados sendo inoculadas duas folhas por planta, aplicando-se 100 ml do inóculo por folha. As plantas inoculadas foram mantidas em casa de vegetação e, após 30 dias, foram utilizadas em testes de recuperação em plantas indicadoras suscetíveis para cada espécie de vírus utilizado.

Amostras foliares naturalmente infetadas foram processadas através da técnica de constrastação negativa com acetato de uranila 2%. Para obtenção de secções ultrafinas, fragmentos foliares foram fixados em glutaraldeído 2,5% em tampão fosfato 0,1 M pH 7,0, pós-fixados em tetróxido de ósmio 1%, no mesmo tampão, contrastados com acetato de uranila 2%, desidratados em série cetônica e incluídos em Spurr. Em seguida, as secções foram contrastadas em acetato de uranila e citrato de chumbo e observadas ao microscópio eletrônico de transmissão EM-208 (Philips) para visualização de inclusões e alterações ultraestruturais.

Testes de DAS-ELISA foram realizados seguindo as recomendações do fabricante (AGDIA), utilizando anti-soros específicos contra a capa protéica do PVY "estirpe comum" (PVY⁰), "estirpe clorótica" (PVY^C) e "estirpe necrótica" (PVY^N). Testes de PTA-ELISA, para LMV e o TuMV, foram realizados com anti-soros policlonais cedidos, respectivamente, pelo Dr. M.A. Pavan (UNESP-Botucatu, SP) e Dr. P. Roggero (Instituto de Fitovirologia- Torino, Itália).

As amostras obtidas a partir de extrato de N. benthamiana experimentalmente infetadas foram aplicadas em triplicatas, sendo o controle negativo constituído de extrato de plantas sadias de N. benthamiana e os controles positivos constituídos de amostras liofilizadas, infetadas com os vírus correspondentes aos anti-soros. As leituras de absorbância (A_{405 nm}) foram feitas após a aplicação do substrato (p-nitrofenilfosfato), utilizando-se o aparelho Microplate reader 3550-UV (Bio-Rad). As análises foram feitas a partir da relação da média das leituras (triplicata) das amostras infetadas, sobre a leitura das amostras sadias (I/S).

Partiu-se de 1 g de folhas infetadas de N. benthamiana para a extração dos RNAs totais, de acordo com Chomczynski & Sacchi (1987). Amostra de N. benthamiana sadia também foi extraída, servindo como controle negativo.

Para a transcrição reversa, seguida da PCR (RT-PCR), utilizou-se protocolo descrito por Revers et al. (1997), partindo-se de 1mg de RNAs totais extraídos de N. benthamiana infetada. O oligonucleotídeo (5' AGCTT₁₄ 3') foi utilizado na síntese do cDNA e, também, os oligonucleotídeos denominados 8894P (5' CCGTACATAGCIG ARTGTGCT 3'), que anela no terminal 3' correspondente à proteína denominada Nib (senso viral) e o 9171M (5' GCGTTGATGTCGTCATCYTT 3'), que anela no terminal 5' da capa protéica (senso complementar), ambos específicos para o LMV e que permitem amplificar segmentos de DNA de cerca de 280 pb foram utilizados na PCR, além do termociclador Programmable Thermal Controller - PTC100 (MJ Research), e os reagentes do kit para PCR Taq DNA Polymerase, recombinante (Gibco BRL). As condições para a PCR constaram de um desnaturação inicial a 94 ºC por 3 min, seguida de 40 ciclos a 92 ºC por 20 s, de desnaturação, 56 ºC por 20 s, para o anelamento, e 40 s de extensão a 72 ºC, com uma extensão final de 7 min a 72 ºC. Os fragmentos de DNA amplificados foram visualizados sob luz ultravioleta em gel de agarose 1% corado com brometo de etídio.

A purificação dos fragmentos de DNA, amplificados via RT-PCR, do gel de agarose, foi realizada utilizando-se o kit "Concert Nucleic Acid Purification System" (Gibco BRL) seguindo recomendações do fabricante.

Os produtos amplificados via RT-PCR foram seqüenciados diretamente pela técnica de reação de terminação em cadeia. Utilizou-se o seqüenciador automático ABI 377 e o kit ABI PRISM BigDye Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction Kit - Ampli Taq DNA Polymerase, FS (Applied Biosystem), seguindo-se as recomendações do fabricante. O seqüenciamento foi realizado nos dois sentidos, utilizando-se os dois oligonucleotídeos (8894P e 9171M). O alinhamento das seqüências foi feito com o auxílio do programa Sequencer 3.1 (Gene Codes Corporation) e as comparações, com as seqüências existentes no banco de dados (GenBank), foram feitas através do programa do National Center for Biotechnology Information (NCBI). As seqüências foram alinhadas (Clustal W) com outras dez seqüências de isolados de LMV depositadas no GenBank, sendo obtido um dendrograma (TreeView 1.5) das seqüências de aminoácidos deduzidos, sendo utilizado como membro externo o Plum pox virus (PPV) gênero Potyvirus, família Potyviridae.

De acordo com o levantamento detalhado da diversidade florística, realizado por Angely em 1969, o Estado de São Paulo apresenta uma grande variedade de plantas da vegetação espontânea, com destaque para membros de Asteraceae com 718 espécies relacionadas em 101 gêneros e a Solanaceae, com 173 espécies distribuídas em 22 gêneros.

Identificou-se o material vegetal com mosaico como pertencente à espécie Erigeron bonariensis L., sin. Conyzia bonariensis (L.) Cronquist (Asteraceae), planta daninha freqüentemente encontrada em plantações e carreadores (Lorenzi, 2000) e hospedeira natural de fitoplasmas no Brasil (Brioso et al., 2001).

O vírus isolado de E. bonariensis apresentou gama de hospedeiras restrito, pois somente plantas indicadoras de Chenopodium amaranticolor Coste & Reyn, C. quinoa Willd., N. tabacum L. 'Samsun', 'TNN' e 'Xanthi NN' desenvolveram sintomas locais, enquanto que N. benthamiana desenvolveu sintomas foliares sistêmicos de afilamento, bolhas, deformação, mosaico e faixa das nervuras. Plantas de outras espécies de Asteraceae da vegetação espontânea, não foram suscetíveis quando inoculadas com o isolado.

A correta identificação do potyvirus isolado de E. bonariensis baseou-se, principalmente, nos resultados de sorologia e pela análise das seqüências de nucleotídeos e aminoácidos deduzidos obtidos pela amplificação de fragmentos de DNA via RT-PCR.

Em ELISA, observou-se relacionamento sorológico somente com anti-soro específico para o LMV, relação I/S de 3,427. Não houve leitura significativa para os demais anti-soros utilizados.

Em análises ao microscópio eletrônico de transmissão de folha de E. bonariensis infetada, foram observadas, pela técnica de contrastação negativa, partículas flexuosas alongadas com aproximadamente 700 nm (Figura 2A). Em cortes ultrafinos de folhas do material original naturalmente infetado, foram visualizadas inclusões do tipo catavento, túbulos e agregados laminares no citoplasma (Figura 2B), típicos aos induzidos por vírus pertencentes à família Potyviridae (Shukla et al., 1994). A presença de agregado cristalino de possível natureza viral, além de grânulos ordenados em pequenas fileiras dispersos no citoplasma também foi observada (Figuras 2B e 2C). Grânulos ordenados dispersos no citoplasma, induzidos pelo LMV, estão sendo relatados pela primeira vez neste trabalho, pois tais estruturas, até então, só haviam sido descritas em plantas infetadas pelo Watermelon mosaic virus (WMV), gênero Potyvirus (Francki et al., 1985).

Por meio de RT-PCR, foram amplificados fragmentos de 278 pb que foram seqüenciados e comparados com outras seqüências de LMV depositadas no Genbank. O isolado de LMV obtido de E. bonariensis apresentou similaridade entre 95% e 100%, tanto para as seqüências de nucleotídeos como de aminoácidos deduzidos, quando comparado com outros de diversas partes do mundo, inclusive com os isolados brasileiros AF198 e AF199, provenientes de alface (Krause-Sakate et al., 2001). O dendrograma obtido a partir do alinhamento de aminoácidos deduzidos da região N-terminal da capa protéica, permitiu a formação de três grupos distintos de acordo com a região geográfica. O LMV isolado de E. bonariensis permaneceu no grupo juntamente com os isolados da China, França, Espanha, Estados Unidos e Brasil (Figura 3). Ressalta-se que a porção N-terminal da capa protéica é a que apresenta maior variabilidade genética entre as espécies deste gênero (Shukla et al., 1994).

Sabe-se que as principais espécies de afídeos vetores do LMV são as espécies Acyrthosiphon scariolae Passerini, Aphis gossypii Glover, Macrosiphum euphorbiaceae Thos., Myzus persicae Sulzer e Nasonomia ribisnigrus Mosley (Brunt et al.,1997). Através da análise da seqüência de aminoácidos deduzidos foi possível observar a presença da trinca de aminoácidos (DAG), responsável pelo reconhecimento vetor/vírus durante o processo de transmissão (Shukla et al., 1994), o que permite inferir que o isolado de LMV de E. bonariesis, pode possivelmente ser transmitido para culturas de alface por meio dos afídeos vetores.

O LMV isolado de E. bonariensis apresentou propriedades biológicas distintas do LMV comum, uma vez que plantas de Gomphrena globosa L. e Zinnia elegans Jacq. não foram suscetíveis, enquanto que plantas inoculadas de C. amaranticolor, desenvolveram apenas lesões locais, embora esta hospedeira reaja com lesões necróticas locais e sintomas sistêmicos de mosaico e rugosidade depois de inoculada com outra estirpe do LMV (Brunt et al., 1997).

Em plantas da vegetação espontânea, no Estado de São Paulo, foram relatados o CMV em Commelina benghalensis L., C. erecta L. e Tradescantia clongata Mart.; uma espécie não identificada de virus em Vigna luteola L.; um potyvírus em Solanum athropurpureum L., S. ciliatum All., S. palinacanthum Dunal e S. viarum Dunal. E, também, diferentes espécies do gênero Tospovirus em Amaranthus spp., Bidens pilosa L., Boerhavia spp., Emilia sagitatta Wahl., Commelina benghalensis L., Gamochaeta spicata L., Sida spinosa L. e Portulacea oleracea L. (Colariccio, 1996).

Plantas de E. bonariensis só haviam sido descritas como hospedeiras naturais de fitoplasmas em diferentes regiões dos Estados de São Paulo (Costa, 1954) e Rio de Janeiro (Brioso et al., 2001), onde esta planta é comum. Esta é a primeira descrição de um vírus infetando esta espécie da vegetação espontânea, no Brasil. Até então, os únicos relatos de vírus, nesta espécie, haviam sido feitos na Florida e na Ilha de Mauí, onde se identificaram, respectivamente, Bidens mottle virus (BiMoV), gênero Potyvirus (Shukla et al., 1994) e Tomato spotted wilt virus (TSWV), gênero Tospovirus, família Bunyaviridae (Cho et al., 1986). Erigeron canadense L. também já foi relatada como hospedeira natural do Tobacco rattle virus (TRV), gênero Tobravirus, de diferentes espécies do gênero Tobamovirus e do Tomato bushy stunt virus (TBSV), gênero Tombusvirus no leste Europeu (Shukla et al., 1994).

A ocorrência natural do LMV em E. bonariensis indica que plantas desta espécie podem atuar como reservatório natural desse vírus, que atualmente é responsável por significativas quebras de produção e perdas econômicas na cultura de alface no Brasil (Krause-Sakate et al., 2001). Além disso, E. bonariensis dispersa-se com grande facilidade atingindo áreas distantes, onde se instala (Lorenzi, 2000). Assim, a correta caracterização do vírus e o entendimento das relações epidemiológicas são de grande importância para o manejo adequado da cultura de alface, visando ao controle do LMV.

Em condições de campo, o LMV tem como característica apresentar restrita gama de hospedeiros naturais, incluindo algumas espécies de plantas da vegetação espontânea como Cirsium vulgare (Savi) Ten., Malva parviflora L. e algumas plantas ornamentais como Tagetes erecta L. e Osteospermum fruticosum (L.) Norl. (Opgenorth et al., 1991). A ocorrência do LMV em plantas da vegetação espontânea como a Gazania sp. já foi relatada em regiões endêmicas, como o Vale de Salinas (Califórnia - EUA) e, também, em plantas ornamentais, como o Lisianthus [Eustoma grandiflorum (Raf.) Shin.] na Itália (Zerbini et al., 1997), sendo portanto inédita a descrição deste vírus em E. bonariensis.

Visando avaliar o potencial do E. bonariensis como reservatório de fitovírus, comprovou-se que esta planta se comportou como hospedeira somente do LMV, não desenvolvendo sintomas quando inoculada com isolados do CMV, PVYº, TCSV, ToMV e TWNV. Em testes de recuperação, utilizando hospedeiras experimentais suscetíveis para cada vírus, somente o isolado de LMV, que reproduziu sintomas de mosaico em E. bonariensis, retornou para plantas de C. amaranticolor e N. benthamiana.

É de conhecimento que, após o preparo do solo para plantio, as primeiras espécies da vegetação espontânea que surgem no campo pertencem às famílias Asteraceae, Amaranthaceae, Portulaccaceae e Solanaceae. Dentre estas, as espécies incluídas em Asteraceae são as mais importantes e são consideradas invasoras presentes durante todo o ano no campo (Lorenzi, 2000).

Assim, juntamente com a aquisição de sementes certificadas e a utilização de cultivares de alface resistentes (Zerbini et al., 1997), a erradicação de plantas de E. bonariensis torna-se prática recomendada para o controle do LMV em áreas produtoras de alface e de outras asteráceas suscetíveis cultivadas no Brasil.

Aceito para publicação em 18/02/2003

Autor para correspondência: Alexandre L. R. Chaves

• ANGELY, J. Flora analítica e fitográfica do Estado de São Paulo. São Paulo, SP. Edição Phyton. 1969.
• BRIOSO, P.S.T., MONTANO, H.G., POZZER, L. & PIMENTEL J.P. Doenças associadas a fitoplasmas no Estado do Rio de Janeiro. Fitopatologia Brasileira 26:249. 2001 (Resumo).
• BRUNT, A.A., CRABTREE, K., DALLWITZ, M.J., GIBBS, A.J. & WATSON, L. Viruses of plants. Wallingford, UK. CAB International. 1997.
• CHO, J.J., MAU, R.F.L., GONSALVES, D. & MITCHELL, W.C. Reservoir weed host of Tomato spotted wilt virus Plant Disease 70:1014-1017. 1986.
• CHOMCZYNSKI, P. & SACCHI, N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Analytical Biochemistry 162:156-159. 1987.
• COLARICCIO, A. Identificação do vírus Y da batata, estirpe comum (PVY0) em Solanum palinacanthum Dun. (Tese de Doutorado). São Paulo. Universidade de São Paulo. 1996.
• COSTA, A.S. Superbrotamento de Erigeron bonariensis L. Bragantia 14:1-12. 1954.
• DUFFUS, J.E. Role of weeds in the incidence of virus disease. Annual Review of Phytopatology 15:319-335. 1971.
• FRANCKI, R. I. B., MILNE, R. G. & HATTA, T. Atlas of Plant Viruses. Boca Raton, USA. CRC Press.1985.
• KRAUSE-SAKATE, R., MELLO, R.N., PAVAN, M.A., ZAMBOLIM, E.M., CARVALHO, M.G., LE GALL, O. & ZERBINI, F.M. Molecular characterization of two Brazilian isolates of Lettuce mosaic virus with distinct biological properties. Fitopatologia Brasileira 26:153-157. 2001.
• LORENZI, H. Plantas daninhas no Brasil. 3º edição. Nova Odessa, SP. Editora Plantarum. 2000.
• OPGENORTH, D.C., WHITE, J.B., OLIVER, B. & GREATHEAD, A.S. Freeway daisy (Osteospermum fruticosum) as a host for lettuce mosaic virus. Plant Disease 75:751. 1991. (Note)
• REVERS, F., COT, H., SOUCHE, H., GALL, O., CANDRESSE, T. & DUNEZ, J. Biological and molecular variability of Lettuce mosaic virus isolates. Plant Pathology 87:397-403. 1997.
• SHUKLA, D.D., WARD, C.W. & BRUNT, A.A. The Potyviridae Walling ford, USA. CAB International. 1994.
• ZERBINI, F.M., KOIKE, S.T. & GILBERTSON, R.L. Gazania sp.: A New Host of Lettuce mosaic potyvirus, and Potential Inoculum Source for Recent Lettuce Mosaic Outbreaks in Salinas Valley of California. Plant Disease 81:641-647. 1997.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  15 Ago 2003
• Data do Fascículo
  Jun 2003

Histórico

• Recebido
  18 Fev 2003