Laticíferos articulados anastomosados: novos registros para Apocynaceae

Articulated anastomosing laticifers: new records for Apocynaceae

Laticíferos articulados anastomosados — novos registros para Apocynaceae¹

Articulated anastomosing laticifers — new records for Apocynaceae

Diego Demarco²; Luiza Sumiko Kinoshita; Marília de Moraes Castro

Universidade Estadual de Campinas, Instituto de Biologia, Departamento de Botânica, Caixa Postal 6109, 13083-970 Campinas, SP, Brasil

RESUMO

A presença de laticíferos é universal nas Apocynaceae e o tipo descrito nas obras clássicas de revisão para esta família é o não articulado. Pesquisas posteriores provaram a ocorrência de laticíferos articulados apenas em quatro espécies, suscitando controvérsias quanto à sua origem. Os resultados obtidos em nossos estudos divergem dos já publicados para a maioria das espécies da família. Tanto em Aspidosperma australe Müll. Arg. (Rauvolfioideae) quanto em Blepharodon bicuspidatum Fourn. (Asclepiadoideae), os laticíferos são articulados anastomosados e formados por adição de células, cujas paredes transversais dissolvem-se rapidamente. Eles originam-se a partir do meristema fundamental e/ou procâmbio, já estão em fase secretora desde o início de sua formação nos diferentes órgãos, constituindo um sistema ramificado e só liberam o látex se a planta for injuriada. As paredes dos laticíferos são exclusivamente pectocelulósicas e suas características químicas provavelmente se alteram durante o seu desenvolvimento. Os laticíferos dos órgãos vegetativos ocorrem em todos os tecidos do caule e da folha, com exceção da epiderme e do parênquima medular de A. australe. Na flor, eles são encontrados em todas as peças florais, exceto no parênquima medular do pedicelo de A. australe e nos óvulos de ambas as espécies. A presença do mesmo tipo de laticífero nestes gêneros pertencentes às subfamílias mais divergentes de Apocynaceae corrobora a atual circunscrição da família. O látex tem função de proteção e propicia o sucesso das espécies desta família em diferentes ambientes.

Palavras-chave: anatomia, Apocynaceae, distribuição, laticíferos articulados, ontogênese

ABSTRACT

Laticifer presence is universal in Apocynaceae, in the classic literature the type described for this family is the non-articulated. Later researches have proved the occurrence of articulated laticifers only in four species, giving rise to controversies on their origin. The results obtained in our studies differ from those reported for most species of this family. In both Aspidosperma australe Müll. Arg. (Rauvolfioideae) and Blepharodon bicuspidatum Fourn. (Asclepiadoideae), the laticifers are of the articulated anastomosing type because they are formed by adding cells with rapidly dissolving transverse walls. Laticifers originate from ground meristem and/or procambium and form a branched system, they are in secretory phase since the early stages of formation in different organs, releasing latex only when the plant is damaged. The laticifer walls are exclusively pectic-cellulosic and their chemical characteristics probably change during their development. Vegetative organ laticifers occur in all stem and leaf tissues, except epidermis and medullary parenchyma of A. australe. In the flower, laticifers are found in all floral organs, except in the medullary parenchyma of the pedicel of A. australe and in the ovules of both species. The presence of the same type of laticifer in these two genera, which represent the most divergent subfamilies within the Apocynaceae corroborates the current circumscription of this family. The latex has protective function, allowing the species of this family to succeed in different environments.

Key words: anatomy, Apocynaceae, articulated laticifers, distribution, ontogeny

Introdução

Os laticíferos estão presentes em espécies de 36 famílias (Lewinsohn 1991, Endress & Bruyns 2000, Judd et al. 2002), muitas vezes sem relação taxonômica, sugerindo que eles surgiram mais de uma vez ao longo da história evolutiva destes grupos (Metcalfe 1967, Fahn 1979). Provavelmente, o maior sucesso das plantas latescentes nos diversos ambientes em relação às não latescentes seja devido às funções comumente atribuídas ao látex de proteger contra herbivoria e selar ferimentos (Fahn 1979, 1990, Farrell et al. 1991).

Em Apocynaceae, a ocorrência de laticíferos é uma característica universal e o tipo descrito nas obras clássicas de revisão é o não articulado (Solereder 1908, Metcalfe 1967). Eles já foram registrados em órgãos vegetativos e reprodutivos de cerca de 93 gêneros (Solereder 1908, Blaser 1945, Metcalfe & Chalk 1950, Milanez 1960/1961, 1966, 1977, Mahlberg 1961, Yoder & Mahlberg 1976, Wilson & Mahlberg 1978, Murugan & Inamdar 1987a, b, Wilson & Maxam 1987, Inamdar et al. 1988, Roy & De 1992, Appezzato-da-Glória & Estelita 1997, Sacchetti et al. 1999, Serpe et al. 2001). Controvérsias quanto à identificação de seu tipo e sua formação podem ser encontradas na literatura, como em Cryptostegia grandiflora R. Br. e Nerium oleander L. (Blaser 1945, Mahlberg 1961, Milanez 1960/1961, 1966, 1977).

O látex geralmente é leitoso, mas também pode ser avermelhado ou amarelado (Endress & Bruyns 2000) e pode conter hidrocarbonetos poliisoprénicos (borracha), triterpenos, ácidos graxos, fitoesteróis e alcalóides (Van Die 1955, Yoder & Mahlberg 1976). Algumas espécies de Apocynaceae possuem importância econômica e/ou medicinal devido à presença de metabólitos secundários no látex como, por exemplo, borracha e alcalóides (Metcalfe & Chalk 1950, Yoder & Mahlberg 1976).

A provável origem polifilética dos laticíferos articulados e não articulados confere uma potencial aplicação de suas características morfológicas e químicas como caráter taxonômico (Mahlberg et al. 1987, Mahlberg 1993). O tipo de laticífero já foi utilizado para corroborar a separação de espécies (Sacchetti et al. 1999); em alguns casos, a composição da fração particulada do látex pode servir como uma indicação das relações sistemáticas de espécies difíceis de distinguir morfologicamente, como ocorre em Plumeria (Van Die 1955).

Dentre os estudos anatômicos sobre laticíferos já efetuados por pesquisadores brasileiros em espécies de Apocynaceae ressaltam-se os realizados em C. grandiflora (Milanez 1960/1961, 1966), N. oleander (Milanez 1977), Mandevilla illustris (Vell.) Woodson e M. pohliana (Stadelm.) A.H. Gentry (= M. velutina (Mart. ex Stadelm.) Woodson; Appezzato-da-Glória & Estelita 1997). Laticíferos foram citados para Aspidosperma (Valente & Carvalho 1973, Marcondes-Ferreira & Kinoshita 1996) e classificados como não articulados por Solereder (1908); eles nunca foram estruturalmente estudados em espécies de Blepharodon.

De acordo com o conceito vigente (Endress & Bruyns 2000), Apocynaceae é constituída por 424 gêneros agrupados em cinco subfamílias; Aspidosperma está incluído em Rauvolfioideae Kostel. (=Plumerioideae) e Blepharodon, em Asclepiadoideae R. Br. ex Burnett. O objetivo do presente trabalho foi descrever a ontogênese e o tipo dos laticíferos em botões vegetativos e florais, analisar sua estrutura, distribuição e possível valor taxonômico em Aspidosperma australe Müll. Arg. e Blepharodon bicuspidatum Fourn.

Material e métodos

O material de estudo foi coletado em áreas de cerrado do Estado de São Paulo: Reserva Biológica e Estação Experimental de Moji-Guaçu e fragmento situado no Laboratório Nacional de Luz Síncrotron no Município de Campinas e no campus da Universidade Estadual de Campinas. As coletas foram realizadas de novembro de 2002 a maio de 2004 e as espécies identificadas pela Profa. Dra. Luiza S. Kinoshita e pelo Dr. André O. Simões. Os materiais testemunha foram herborizados e incorporados ao Herbário UEC: A. australe Müll. Arg.: BRASIL. SÃO PAULO; Campinas, 8-V-2003, D. Demarco 10; B. bicuspidatum Fourn.: BRASIL. SÃO PAULO; Moji-Guaçu, 18-XI-2002, D. Demarco 7; Campinas, 29-VIII-2003, D. Demarco 11; 8-V-2004, D. Demarco 14.

Ramos vegetativos e florais, obtidos dos quatro indivíduos coletados, foram cortados com lâmina aquecida para manter o látex no interior dos laticíferos (Milanez 1960/1961), fixados em FAA com etanol 50% por 24 h (Johansen 1940) e FNT (formalina neutra tamponada; Lillie 1948 in Clark 1973) por 48 h e estocados em etanol 70%. Ápices caulinares, botões florais e flores adultas foram isolados, desidratados em série butílica (Johansen 1940), incluídos em "Paraplast" e seccionados em séries transversais e longitudinais com 10 a 20 mm de espessura em micrótomo de rotação Microm HM340E. Diferentes colorações foram testadas devido à afinidade distinta das espécies pelos corantes. As secções de A. australe apresentaram os melhores resultados quando coradas com safranina alcoólica 1%, violeta cristal 1% e laranja G 1% em óleo de cravo (tripla coloração de Flemming; Johansen 1940) e as de B. bicuspidatum, quando coradas primeiramente com azul de astra 1% e depois com safranina alcoólica 1% (ordem inversa de aplicação dos corantes; Gerlach 1969 modificado). Essas duas técnicas de coloração foram utilizadas no presente trabalho e as lâminas montadas em resina sintética.

Para analisar a composição das paredes dos laticíferos foram realizados testes com vermelho de rutênio para pectinas (Johansen 1940), azul de anilina para calose (Smith & McCully 1978), preto de Sudão B e Sudão IV para lipídios totais (Pearse 1985) e floroglucina acidificada para lignina (Johansen 1940).

As fotomicrografias foram obtidas em microscópio Olympus BX51 utilizando-se filme Kodak Pro Image asa 100. As escalas das figuras foram obtidas através de lâmina micrométrica fotografada nas mesmas condições ópticas das demais ilustrações.

Resultados

Ontogênese e estrutura — Os laticíferos de A. australe Müll. Arg. e B. bicuspidatum Fourn. são facilmente distinguíveis nos diferentes órgãos, devido ao calibre, conteúdo, espessura das paredes e ramificações do sistema (figuras 1-28). O laticífero é um dos primeiros tipos celulares a se diferenciar; sua fase meristemática é muito breve e, enquanto a maioria dos tecidos ainda é meristemática, os laticíferos já estão diferenciados e em fase secretora (figuras 1-5, ^12-17).

Nas duas espécies estudadas, os laticíferos são articulados anastomosados formados pela adição de células, cujas paredes transversais dissolvem-se rapidamente. Poucas células podem ser vistas com estas paredes em suas porções apicais (figuras 2-4, ^12-16), pois as células se unem totalmente sem deixar vestígios das paredes separadoras, constituindo um laticífero contínuo (figuras 1-5, ^12-17). Nesta região, as paredes dos laticíferos já estão espessadas, embora continuem a crescer em diâmetro posteriormente. O sistema laticífero de A. australe e B. bicuspidatum se origina de células do meristema fundamental e/ou do procâmbio (figuras 1-4, ^12-16). Os laticíferos só crescem em comprimento em regiões meristemáticas por adição de novas células e, posteriormente, por alongamento celular. Em todas as regiões onde os laticíferos estão se formando, suas células apicais possuem as mesmas dimensões das demais células das quais se originaram (figuras 2-4, ^12-16). A anastomose lateral gera um sistema laticífero ramificado (figura 16); estas ramificações ocorrem no início do desenvolvimento dos laticíferos e são observadas principalmente nas regiões nodais, lâmina foliar e pétalas de A. australe e em todos os tecidos do caule, da folha e da flor de B. bicuspidatum (^{figuras 12}, 14-16, 23).

O diâmetro dos laticíferos de A. australe varia de 8 a 31 mm. Em B. bicuspidatum, a maior variação ocorre entre os medulares e corticais do caule, pecíolo e pedicelo (figuras 18-19). Os laticíferos da medula possuem de 21 a 58 mm, enquanto os do córtex, de 5 a 38 mm de diâmetro; geralmente, os corticais mais calibrosos encontram-se próximos ao tecido vascular (figuras 18-19) e, às vezes cruzam-no (figura 19), formando um ramo transestelar (figura 16). Nas demais peças florais, os laticíferos possuem diâmetro menor, mas ainda há variação de calibre (de 4 a 15 mm). O comprimento de um laticífero é de difícil mensuração, mas um mesmo laticífero pode ser observado por toda a extensão dos segmentos de caule, folha e flor seccionados longitudinalmente. Há continuidade entre o sistema laticífero caulinar e foliar (^{figura 12}, asterisco), assim como, entre o caulinar e o floral. Os laticíferos de maior calibre crescem rapidamente em diâmetro, formando um arranjo radial das células parenquimáticas à sua volta (figuras 6, 18-19, 26-28); eles atingem seu diâmetro máximo ainda no início do desenvolvimento do órgão e os de menor calibre, poucas células abaixo de seu ápice.

Os laticíferos já apresentam secreção durante a sua diferenciação (figuras 3-5, 16-17). Nos laticíferos maduros, as células aparentemente permanecem vivas e com a secreção em seu interior, que somente será liberada para o meio extracelular se a planta for injuriada.

Variação das características químicas das paredes dos laticíferos ao longo de seu desenvolvimento foi detectada com a utilização de tripla coloração de Flemming. No início do desenvolvimento, suas paredes coram em roxo pelo violeta cristal (figura 25); posteriormente, quando eles estão totalmente diferenciados, a parede cora apenas pelo laranja G (figura 26). As paredes dos laticíferos possuem muitas vezes a espessura das paredes das células parenquimáticas, variando de 1 a 1,6 mm (figuras 27-28). Embora sejam espessas, elas são exclusivamente primárias e pectocelulósicas (figuras 27-28); elas não reagiram positivamente aos testes para calose, suberina e lignina. Cada laticífero tem muitos núcleos em posição parietal ao longo de sua extensão e cada núcleo tem de um a quatro nucléolos (figuras 5, 17).

O látex preenche os laticíferos desde suas porções mais jovens (figura 16), sendo composto pelo próprio protoplasto do laticífero. A secreção de ambas as espécies apresenta aspecto denso e, in vivo, é branca leitosa. Ao seccionar um órgão, imediatamente inicia o extravasamento do látex dos laticíferos interconectados que, em pouco tempo, coagula e sela o órgão injuriado. Folhas com sinais de herbivoria foram poucas vezes observadas e apenas parasitas (larvas de insetos) encontrados nas pétalas do indivíduo de B. bicuspidatum coletado em Moji-Guaçu (figura 24). Distribuição — Os laticíferos estão presentes permeando todos os tecidos do caule e da folha (figuras 1, ^12-13), excetuando-se a epiderme e as regiões medulares do caule (figura 1) e pecíolo de A. australe. Os florais são encontrados no pedicelo (figuras 5-7, 17-19, 25-28), na sépala (figuras 3-4, 8, 20), pétala (figuras 9, 21, 24), no estame (figura 22), ovário (figura 10), estilete (figura 11) e na corona de B. bicuspidatum (figura 23). Em A. australe, há uma maior concentração de laticíferos nas pétalas na altura dos estames, onde aproximadamente um terço do mesofilo é composto por laticíferos (figura 9). Eles estão ausentes apenas na medula do pedicelo (figura 7) e nos óvulos (figura 10) de A. australe e nos óvulos de B. bicuspidatum. No pedicelo de A. australe, os laticíferos ocorrem quase exclusivamente no parênquima cortical (figuras 6, 25-26), mas alguns podem ser encontrados no floema externo e raramente no floema interno do sifonostelo anfiflóico (figuras 6-7). Em B. bicuspidatum, laticíferos de grande calibre com trajetória quase retilínea localizam-se principalmente nas regiões medulares (figuras 18-19, 27); laticíferos de menor calibre são observados nos demais tecidos (figuras 18-24, 28). Eles ramificam-se, principalmente, nas regiões nodais (^{figura 12}) e no receptáculo juntamente com o tecido vascular (figura 14). Ramificações são raras nos laticíferos de A. australe, mas muito freqüentes nos de B. bicuspidatum. Os laticíferos de A. australe são quase exclusivamente retilíneos (figuras 1, 3-5, 8, 10), enquanto os de B. bicuspidatum têm comumente contorno sinuoso (^{figuras 12}, 14-15, 22-23).

Discussão

Os extensos laticíferos da grande maioria das Apocynaceae, Euphorbiaceae e Moraceae são considerados não articulados, gerados a partir de células iniciais laticíferas que se alongam por crescimento apical autônomo através de todo o corpo vegetal (Solereder 1908, Metcalfe 1967, Mahlberg 1993). Os ápices dos laticíferos e de seus ramos são descritos como tendo crescimento intrusivo através dos espaços intercelulares nos diversos tecidos (Mahlberg 1993).

Os laticíferos de A. australe Müll. Arg. e de B. bicuspidatum Fourn. não têm crescimento intrusivo e, através da análise da série de cortes, também é possível perceber que o ápice agudo, observado muitas vezes, é resultado de uma secção oblíqua à esta célula. Alguns pesquisadores tentaram provar o crescimento apical autônomo dos laticíferos. Entretanto, Snyder (1955) não obteve qualquer crescimento dos laticíferos em cultura asséptica de fragmentos de medula de Cryptostegia grandiflora R. Br. No estádio inicial do desenvolvimento floral de B. bicuspidatum, há muitos laticíferos atravessando o anel procambial, sem causar qualquer deformidade nestas células intimamente relacionadas. Pela teoria clássica, esse fato é dificilmente explicado. As anastomoses dos laticíferos de A. australe e B. bicuspidatum ocorrem nas regiões meristemáticas próximo aos seus ápices, ramificando-se por fusão lateral de outras células do meristema fundamental ou do procâmbio; a célula adicionada pode estar em posição apical ou lateral em relação à série, gerando seu contorno sinuoso. Milanez (1960/1961) observou células do procâmbio recém divididas dando origem a um ramo transestelar em C. grandiflora, como verificado no nosso estudo.

Embora a grande maioria dos laticíferos já descritos para espécies de Apocynaceae seja considerada do tipo não articulado (Solereder 1908, Metcalfe 1967, Yoder & Mahlberg 1976, Wilson & Mahlberg 1978, Murugan & Inamdar 1987a, b, Inamdar et al. 1988, Roy & De 1992, Mahlberg 1993, Appezzato-da-Glória & Estelita 1997), através de análise cuidadosa das terminações dos extensos laticíferos de A. australe e de B. bicuspidatum, constata-se que eles são articulados; as paredes transversais das células que o constituem dissolvem-se rapidamente, não sendo observado sinais de dissolução, logo abaixo de seu ápice. Essa observação difere da interpretação dos laticíferos de Aspidosperma, considerados não articulados (Solereder 1908). O mesmo ocorre em Vinca sardoa (Stearn) Pign. (Sacchetti et al. 1999) e Stapelia bella A. Berger (Wilson & Maxam 1987), cujos laticíferos foram descritos como articulados, ao contrário das demais espécies destes gêneros (Solereder 1908). Há discordância também com relação ao tipo e desenvolvimento dos laticíferos em uma mesma espécie. Segundo Milanez (1960/1961, 1966, 1977), os laticíferos de C. grandiflora e Nerium oleander L. são formados por fusão celular, contradizendo os registros de laticíferos não articulados obtidos por Blaser (1945) e Mahlberg (1961).

Muitos autores consideraram os laticíferos não articulados presentes em todos os órgãos do indivíduo adulto como sendo resultantes do crescimento de um número pré-determinado de células iniciais laticíferas embrionárias. Em A. australe e B. bicuspidatum, os laticíferos são constantemente formados por adição de células e dissolução das paredes de contato. Laticíferos são continuamente produzidos no ápice caulinar de Vallaris solanacea (Roth) O. Ktze. (Murugan & Inamdar 1987b), nos tecidos primário e secundário de Mandevilla illustris (Vell.) Woodson e M. pohliana (Stadelm.) A.H. Gentry (Appezzato-da-Glória & Estelita 1997), no sistema axial do floema secundário e radial do floema e xilema secundários de C. grandiflora (Milanez 1966). Em 1961, Mahlberg registrou a existência de cerca de 28 iniciais laticíferas em N. oleander; posteriormente, Milanez (1977) observou que os laticíferos desta espécie cresciam por fusão celular.

Os laticíferos florais de A. australe possuem poucas ramificações; no entanto, os foliares formam um sistema muito ramificado (Christiano 2002). Essas ramificações são freqüentes em B. bicuspidatum. Laticíferos ramificados foram observados em órgãos vegetativos de Allamanda violacea Gardn., Asclepias syriaca L., Calotropis gigantea (Linn.) R. Br. e M. illustris e M. pohliana (Wilson & Mahlberg 1978, Inamdar et al. 1988, Roy & De 1992, Appezzato-da-Glória & Estelita 1997) e em praticamente todas as peças florais, estando ausentes na antera, óvulo e estigma de Plumeria alba Linn. e Vallaris solanacea (Murugan & Inamdar 1987a, b).

O diâmetro dos laticíferos pode variar bastante em um mesmo órgão. No presente estudo, a maior diferença ocorre entre os laticíferos medulares e os demais. Esse fato também foi verificado entre os laticíferos florais de P. alba e V. solanacea (Murugan & Inamdar 1987a, b). Aqueles de grande calibre atingem seu tamanho final por aumento do diâmetro das células que os compõem; os de pequeno calibre podem ser formados por divisão desigual das células meristemáticas, como em N. oleander (Milanez 1977), ou por células que mantêm o diâmetro inicial.

As paredes dos laticíferos podem ser tão finas quanto as paredes das células parenquimáticas ou mais espessas (Fahn 1979, Mahlberg 1993), como em B. bicuspidatum. Elas são exclusivamente primárias e podem ter substâncias incrustante ou adcrustante que selam o sistema laticífero dos demais tecidos (Fineran et al. 1988, Fahn 1990). As paredes dos laticíferos de A. australe e de B. bicuspidatum não reagiram positivamente aos testes para calose, suberina e lignina; portanto, suas paredes são exclusivamente pectocelulósicas. Lamela de suberina foi encontrada nas paredes dos laticíferos de espécies de Convolvulaceae (Fineran et al. 1988); contudo, esta característica parece estar restrita à esta família. As paredes dos laticíferos de Asclepias speciosa Torr. foram investigadas com relação à presença de substâncias que as diferenciem das paredes das demais células (Serpe et al. 2001); calose, proteínas, lignina e compostos fenólicos não foram encontrados, mas constatou-se que a porção madura dos laticíferos tem propriedades citoquímicas diferentes das paredes da porção mais jovem com relação a epitopos de pectina. A distinta coloração da parede da porção jovem (roxa) e a da porção madura (laranja) dos laticíferos através da coloração de Flemming, encontrado no nosso estudo, pode indicar que há diferença de composição entre as porções jovens e maduras das paredes dos laticíferos de A. australe.

O látex está presente desde a porção mais jovem do laticífero. Ele foi considerado por Backhaus & Walsh (1983) como um citoplasma especializado; entretanto, sua natureza "protoplásmica" já havia sido proposta por Milanez (1946) para os laticíferos de Hevea brasiliensis Müll. Arg. No nosso trabalho, o conceito de látex está sendo atualizado e considerado o protoplasto do laticífero. Essa secreção somente é liberada para o meio extracelular se a planta for injuriada. O látex de A. australe e de B. bicuspidatum é branco leitoso, mas látex avermelhado e amarelado já foram registrados para outras espécies da família (Marcondes-Ferreira & Kinoshita 1996, Endress & Bruyns 2000).

Muitos núcleos são observados nos laticíferos de A. australe e de B. bicuspidatum. Em geral, os laticíferos multinucleados são considerados estruturas cenocíticas, embora a maioria dos pesquisadores não tenha detectado a ocorrência de qualquer divisão nuclear nos laticíferos (Mahlberg 1993). Em A. australe e B. bicuspidatum, assim como em C. grandiflora e N. oleander, o protoplasto multinucleado é resultante de fusão de células que são constantemente adicionadas ao sistema (estrutura sincicial).

Os laticíferos estão presentes nos tecidos fundamental e vascular do caule, da folha e flor das duas espécies em estudo, com exceção do parênquima medular do caule, pecíolo e pedicelo de A. australe e dos óvulos destas espécies. Em todos os demais membros da família descritos, até o momento, os laticíferos ocorrem na medula dos órgãos vegetativos e florais. A ausência de laticíferos nas regiões medulares de A. australe talvez indique a ancestralidade do gênero na família.

Aspidosperma (Rauvolfioideae) e Blepharodon (Asclepiadoideae) estão posicionados em extremos opostos na classificação da família segundo Endress & Bruyns (2000) e a presença do mesmo tipo de laticífero em A. australe e B. bicuspidatum é um caráter adicional que evidencia a relação filogenética das duas espécies. Laticíferos articulados já foram registrados em Vinca sardoa (Rauvolfioideae), Nerium oleander (descritos como laticíferos contínuos; Apocynoideae), Cryptostegia grandiflora (sob laticíferos contínuos; Periplocoideae) e Stapelia bella (Asclepiadoideae), sendo encontrados em quatro das cinco subfamílias (Milanez 1960/1961, 1966, 1977, Wilson & Maxam 1987; Sacchetti et al. 1999) e corroborando a atual circunscrição de Apocynaceae. Os resultados obtidos neste trabalho divergem dos publicados para espécies de Aspidosperma e ressaltam a importância da ontogênese para se identificar o tipo de laticífero. Novos estudos são necessários para reavaliar se os extensos laticíferos já descritos para o gênero seriam de fato não articulados ou seriam articulados com rápida dissolução das paredes transversais.

As funções atribuídas ao látex são as de proteção contra herbívoros e microorganismos, e de selar ferimentos (Fahn 1979, 1990, Farrel et al. 1991). As observações de campo confirmam essas funções para os indivíduos de A. australe e B. bicuspidatum. Durante as coletas, a sua rápida coagulação demonstra a eficiência dessa secreção em selar ferimentos, impedindo a entrada de microorganismos. A hipótese de proteção contra herbivoria é corroborada, já que são raros os sinais de predação. Em A. australe, parasitas não foram encontrados em botões e flores adultas. Em B. bicuspidatum, a ocorrência de parasitas (larvas de insetos) nas pétalas foi freqüente. Embora poucos insetos consigam se alimentar de plantas latescentes, alguns fitófagos desenvolveram mecanismos para combater este sistema de defesa coevolutivamente (Dussourd & Eisner 1987, Christiano 2002). A presença de laticíferos em Apocynaceae tem importância devido à proteção conferida pelo látex e propicia o sucesso das espécies nos diversos ambientes, como proposto por Farrell et al. (1991) para plantas latescentes e resiníferas.

Agradecimentos — Os autores agradecem à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo pela bolsa de mestrado (proc. 02/11881-3) e pelo auxílio ao projeto temático (Biota/Fapesp proc. 00/12469-3) concedidos.

(recebido: 2 de junho de 2005; aceito: 19 de janeiro de 2006)

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  14 Ago 2006
• Data do Fascículo
  Mar 2006

Histórico

• Aceito
  19 Jan 2006
• Recebido
  02 Jun 2005