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Ciência Rural

Print version ISSN 0103-8478

Cienc. Rural vol.38 no.8 Santa Maria Nov. 2008

http://dx.doi.org/10.1590/S0103-84782008000800043 

NOTA
FITOTECNIA

 

Anatomia foliar de seis espécies de anonáceas cultivadas in vitro e em casa de vegetação

 

Leaf anatomy of six species of Annonacea cultivated in vitro and greenhouse

 

 

José Raniere Ferreira de SantanaI, 1; Lenaldo Muniz de OliveiraI; Renato PaivaII; Rodrigo Kelson Silva ResendeII; Evaristo Mauro CastroII; Flávia Dionísio PereiraI

IDepartamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Feira de Santana (UEFS), Feira de Santana, BA, Brasil. *Endereço para correspondência: Rua Ouro Vermelho, s/n, condomínio Vila Borghesi, casa 11, Bairro Santa Mônica II, 44040-740, Feira de Santana, BA, Brasil. E-mail: raniere@uefs.br
IIDepartamento de Biologia, Universidade Federal de Lavras (UFLA), Lavras, MG, Brasil

 

 


RESUMO

A micropropagação de anonáceas poderá contribuir para a obtenção de plantios mais homogêneos e a inserção de novas espécies em sistemas produtivos. Entretanto, plantas cultivadas in vitro freqüentemente exibem alterações anatômicas e sua quantificação poderá auxiliar na obtenção de protocolos de cultivo mais eficientes. Realizou-se neste trabalho o estudo comparativo da anatomia foliar de seis espécies de anonáceas cultivadas in vitro e em casa de vegetação. Annona coriacea foi a única espécie que não apresentou variação na densidade e na dimensão dos estômatos quando cultivada in vitro, enquanto que, Annona bahiensis, Annona glabra, Annona squamosa e Rolinia silvatica apresentaram aumento na densidade estomática e na redução na espessura das epidermes foliares nesse tipo de cultivo.

Palavras-chave: Annonaceae, micropropagação, desordens anatômicas, estômatos.


ABSTRACT

Micropropagation of Annonaceae can produce homogeneous plants and bring new species into commercial production. Plants cultivated in vitro, however, frequently demonstrate anatomical alterations, and the quantification of these changes should aid in determining more efficient culture protocols. The present work undertook a comparative study of the leaf anatomy of six species of Annonaceae cultivated in vitro and in greenhouses. Annona coriacea was the only species that did not show variations in the density or the dimensions of their stomata when cultivated in vitro, while Annona bahiensis, Annona glabra, Annona squamosa, and Rolinia silvatica demonstrated increases in leaf stomatal density and a reduction of the leaf epidermis under these conditions.

Key words: Annonaceae, micropropagation, anatomical abnormalities, stomata.


 

 

A família Annonaceae é composta por 120 gêneros e aproximadamente 2.000 espécies, sendo a maioria encontrada ainda em estado silvestre (FECHINE et al., 2002). Nessa família, muitas espécies são bastante promissoras, com grande potencial frutífero e medicinal. Contudo, a inserção de algumas espécies em cultivos comerciais ou até mesmo a recomposição de áreas degradadas tem sido limitada pela dificuldade de obtenção de mudas sadias e em grandes quantidades (HOFFMANN et al., 1996). Nesse contexto, a propagação clonal, via cultivo in vitro, representa uma alternativa viável para multiplicação de anonáceas (NAGORI & PUROHIT, 2004). Entretanto, a alta mortalidade de plantas durante a transição do ambiente in vitro para o ex vitro, em conseqüência de desordens anatômicas, tem criado obstáculos para o uso generalizado dessa técnica em plantas (BARBOZA et al., 2006).

Diversas alterações na estrutura da folha de plantas mantidas in vitro têm sido reportadas, como o aumento no tamanho na e densidade dos estômatos e a redução no controle estomático, na quantidade de cera epicuticular e na espessura do mesofilo, com alta proporção de espaços intercelulares (KHAN et al., 2003; HAZARIKA, 2006). Entretanto, a intensidade dessas alterações é bastante variável em função de características próprias de cada espécie e sua quantificação poderá auxiliar na melhoria das condições de cultivo para cada grupo de plantas. Neste trabalho são apresentados os resultados obtidos com seis espécies de anonáceas comparando-se a anatomia foliar de plantas cultivadas in vitro e em casa de vegetação. Plantas mantidas em casa de vegetação sob radiação fotossintética ativa de 150µmol m-2 s-1, fotoperíodo de 16 horas e temperatura ambiente das espécies Annona glabra L., Annona cauliflora Mart.¸ Annona coriacea Mart., Annona bahiensis St.Hill., Annona squamosa L. e Rollinia silvatica St. Hill. foram utilizadas para condução desse trabalho. Segmentos nodais com aproximadamente 1,0cm de comprimento foram mantidos em água corrente por 20 minutos e lavados com detergente neutro e, em câmara de fluxo laminar, foram imersos em álcool 70% (v/v) por um minuto e hipoclorito de sódio (1% de cloro ativo) por 15 minutos e, finalmente, foram lavados em água destilada e autoclavada por cinco vezes. Os explantes foram inoculados em tubos de ensaio (25 x 150mm) contendo 10mL de meio WPM (LLOYD & MCCOWN, 1980), solidificado com 0,7% de ágar e suplementado com 3% de sacarose, 8,87µM de 6-benzilaminopurina (BAP) e 250mg L-1 de benomyl. O ambiente na sala de crescimento foi mantido à temperatura de 25±3oC, com fotoperíodo de 16 horas e radiação fotossintética ativa de 45-55mmol m-2 s-1.

Para análise anatômica, folhas completamente expandidas foram coletadas de plantas com três anos de idade, mantidas em casa de vegetação, e foram coletadas folhas de plantas com 60 dias de cultivo in vitro. Estas foram fixadas em FAA 70% (Formaldeído - ácido acético glacial - álcool etílico 70%) por 72 horas e foram conservadas em álcool etílico 70°GL. As seções transversais, obtidas com o auxílio de um micrótomo manual, foram clarificadas com hipoclorito de sódio 50%, lavadas em água destilada, coradas com azul de astra e safranina e montadas em glicerina 50%, quantificando-se a espessura da epiderme adaxial, parênquima paliçádico, parênquima esponjoso e epiderme abaxial com auxílio de uma ocular micrométrica acoplada em microscópio de luz. As lâminas com seções paradérmicas das faces abaxial e adaxial das folhas, obtidas à mão livre, foram montadas com solução corante de safranina 1% em água glicerinada, quantificando-se a densidade e o índice estomático, o diâmetro polar (DP) e equatorial (DE) dos estômatos e a relação entre os diâmetros polar e equatorial dos estômatos (DP/DE). A contagem do número de estômatos foi realizada com o auxílio de uma câmara clara em microscópio OLYMPUS CBB e o cálculo do índice estomático (IE) foi realizado por meio da fórmula de CUTTER (1986). Foram avaliadas cinco folhas oriundas de cinco brotações diferentes, quantificando-se quatro seções do terço mediano de cada folha. Foi utilizado o delineamento experimental inteiramente casualizado em esquema fatorial 2 x 6 (ambiente x espécies). Para a análise estatística, utilizou-se o programa SISVAR 4.6 (FERREIRA, 2004), comparando-se as médias pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade de erro.

Entre as espécies estudadas, A. coriacea foi a única que não apresentou alterações na densidade estomática, no índice estomático e no diâmetro polar e equatorial dos estômatos durante o cultivo in vitro (Tabela 1). Por outro lado, A. bahiensis, A. glabra, A. squamosa e R. silvatica apresentaram grande variação na densidade estomática, sendo significativamente maior nas plantas cultivadas in vitro (Tabela 1). Já A. bahiensis, A. cauliflora, A. glabra e A. squamosa, apresentaram durante o cultivo in vitro estômatos com menor diâmetro polar e menor relação entre o diâmetro polar e o diâmetro equatorial, tornando-os mais esféricos, quando comparados com plantas cultivadas em casa de vegetação. Segundo KHAN et al. (2003), alterações na forma dos estômatos afeta diretamente a funcionalidade dos mesmos, sendo que a forma mais elíptica é característica de estômatos funcionais, enquanto que a forma mais esférica é, freqüentemente, associada a estômatos com baixa funcionalidade.

O aumento na densidade estomática nas folhas das plantas cultivadas in vitro, comparado à folhas de plantas mantidas em ambiente natural, tem sido reportado em diversas espécies, estando associado, principalmente, à elevada umidade relativa no interior dos recipientes de cultivo e à reduzida intensidade de luz (KHAN et al., 2003). Para HAZARIKA (2006), a baixa intensidade de luz usada durante o cultivo in vitro, aliada ao acúmulo de etileno e à elevada concentração de sacarose no meio de cultura, é um dos principais responsáveis pela elevação na densidade de estômatos acompanhada da reduzida capacidade de fechamento dos ostíolos. Para esse autor, o reduzido controle estomático e a alta freqüência de estômatos têm sido consideradas as principais causas da rápida dissecação das plantas durante a fase de aclimatização.

A condição in vitro também afetou a espessura dos tecidos foliares, principalmente das epidermes adaxial e abaxial (Tabela 2), com redução em praticamente todas as espécies estudadas. Contudo, comparando-se as espécies durante o cultivo in vitro apenas, verifica-se que A. cauliflora, A. glabra e R. silvatica apresentaram maior espessura da epiderme adaxial, abaxial e parênquima esponjoso, enquanto que A. squamosa apresentou a menor espessura da epiderme adaxial e abaxial e do parênquima paliçádico e esponjoso. O aumento na espessura dos parênquimas, sobretudo do parênquima esponjoso, com maior proporção de espaços intercelulares, tem sido relacionado a uma maior capacidade fotossintética das plantas (TOMA et al., 2004), o que poderá aumentar a taxa de sobrevivência das plantas durante a fase de aclimatização. Entretanto, essa maior proporção de espaços poderá contribuir para o início do processo de hiper-hidricidade em plantas mantidas in vitro (PICOLI et al., 2001).

Em síntese, verifica-se que a densidade estomática, a forma dos estômatos e a espessura das epidermes são as características mais afetadas durante o cultivo in vitro de anonáceas. A. bahiensis, A. glabra, A. squamosa e R. silvatica são, entre as espécies estudadas, as mais susceptíveis a alterações na anatomia foliar durante o cultivo in vitro.

 

REFERÊNCIAS

BARBOZA, S.B.S.C. et al. Anatomia foliar de plantas micropropagadas de abacaxi. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.41, n.2, p.185-194, 2006.         [ Links ]

CUTTER, E.G. Anatomia vegetal. 2.ed. São Paulo: Roca, 1986. 304p.         [ Links ]

FECHINE, I. M. et al. Alcalóides de Duguetia trunciflora Maas (Annonaceae). Revista Brasileira de Farmacognosia, São Paulo, v.12, p.17-19, 2002.         [ Links ]

FERREIRA, D.F. SISVAR - versão 4.6. Lavras: DEX/UFLA, 2004. 32p.         [ Links ]

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HOFFMANN, A. et al. Fruticultura comercial: propagação de plantas frutíferas. Lavras: UFLA/FAEPE, 1996. 319p.         [ Links ]

KHAN, S.V. et al. Growth and water relations of Paulownia fortunei under photomixotrophic and photoautotrophic conditions. Biologia Plantarum, Copenhagen, v.46, n.2, p.161-166, 2003.         [ Links ]

LLOYD, G.; MCCOWN, B. Commercially-feasible micropropagation of Mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot tip culture. International Plant Propagation Society Proceedings, Washington, v.30, p.421-427, 1980.         [ Links ]

NAGORI, R.; PUROHIT, S.D. In vitro plantled regeneration in Annona squamosa L. through direct shoot bud differentiation on hypocotyl segments. Scientia Horticulturae, Amsterdam, v.99, n.1, p.89-98, 2004.         [ Links ]

PICOLI, E.A.T. et al. Hyperhydricity in in vitro eggplant regenerated plants: structural characteristics and involvement of BiP (Binding Protein). Plant Science, Clare, v.160, p.857-868, 2001.         [ Links ]

TOMA, I. et al. Histo-anatomy and in vitro morphogenesis in Hyssopus officinalis L. Acta Botanica Croatica, Zagreb, v.63, n.1, p.59-68, 2004.         [ Links ]

 

 

Recebido para publicação 01.08.07
Aprovado em 18.06.08

 

 

1 Autor para correspondência.