Introdução aos métodos para medir a produção primária do fitoplâncton marinho

Introdução aos métodos para medir a produção primária do fitoplâncton marinho

Clóvis Teixeira

Instituto Oceanográfico da Universidade de São Paulo

SYNOPSIS

In this review certain basic aspects of techniques established for primary productivity studies are presented.

Some emphasis has been given to a critical review of techniques mainly devoted to estuarine and coastal phytoplankton of tropical waters.

The contents of this paper have been balanced along the lines of current research in marine primary production but only considering the basic methods needed to determine the primary production and standing-stock of phytoplankton. No attempt has been made to include some sophisticated methods, since the particular aim of the present manual is to become a useful guide for beginners in the field.

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AGRADECIMENTOS

O autor agradece as sugestões e revisão aos Professores Dr. Plínio Soares Moreira e Dr. Jose G. Tundisi.

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Recebido em 12/agosto/1972

APÊNDICE

Com a finalidade de complementar os estudos sobre a produtividade primaria, inserimos como um apêndice a descrição de uma técnica que possibilita ao pesqui.ador obter uma visio geral do fitoplincton, sob o ponto de vista quantitativo. Por ser a mais precisa, e relativamente simples, e universalmente aceita a determinação da clorofila-a, como sendo o melhor meio de se avaliar quantitativamente o material fotossintetizante do fitoplincton. Dos vários métodos existentes, escolhemos o de maior viabilidade para o nosso meio, dentre os métodos de maior precisio.

DETERMINAÇÃO QUANTITATIVA DE PIGMENTOS POR ESPECTROFOTOMETRIA - A técnica aqui apresentada, segue as recomendações de Creitz & Richards (1955), com a introdução de algumas modificações feitas por Strickland & Parsons (1965).

Em substituição ao método de Richards & Thompson (1952), e mais usado atualmente, para separar-se os organismos da agua, o método de filtração por meio das membranas do tipo "Millipore", ou mais recentemente, com o filtro de lã de vidro (Whatman: GF/C).

Preparação da amostra:

1º) Toma-se uma certa quantidade de amostra (de 0,5 a 5,0, conforme a natureza da água), adicionando-se 1,0 ml de uma suspensão de carbonato de magnésio, de preferência nos últimos 100 ml de amostra que estiver sendo filtrada.

A adição do carbonato é para evitar a acidificação da clorofila, evitando desta maneira a sua transformação em feofitina.

2º) Após a filtração, remove-se a membrana do suporte e, com cuidado, recorta-se o filtro ao redor da area útil de filtração, diminuindo desta maneira o "branco". Quando se usa o filtro de vidro, praticamente não aparece o problema do "branco", além de ser menos dispendioso.

3º) Dobra-se cuidadosamente a membrana, colocando-a imediatamente no interior de um tubo graduado de centrífuga de 15,0 ml. Se usar "M.F.", adicionar aproximadamente 8,0 ml de acetona a 90 %;fechar o tubo e agitar fortemente para dissolver a membrana. Quando usar o filtro de vidro, adicionar 10,0 ml de acetona a 90% e agitar vigorosamente. Introduzir o tubo (recoberto com papel pre-to), num dessecador com vacuo e colocar num "freezer" por cerca de 20 horas. ~urante o período de extraçao, os pigmentos sio muito fotossensíveis, daí os cuidados em se evitar qualquer exposição à luz direta.

4º) Remover o tubo do "freezer", deixa-los em repouso até adquirir a temperatura ambiente, e adicionar icetona a 90%, até completar 10,0 ml por "M.F." e 12,0 ml por filtro de vidro. Centrifugar o conteúdo durant e 5-10 ml.n com 3.000-4.000 rpm.

5º) Decantar a camada superficial do líquido em uma cuba espectrofotométrica de 10 cm de extensao ("path lenght"), com capacidade de 10,0 ml de líquido, ou menos. Se empregar 12,0 ml de acetona com o filtro de vidro, multiplique a extinção do valor por 1,2, a fim de normalizá-lo aos valores esperados de 10,0 ml de extrato.

6º) Sem demora, medir a extinção da solução, usando os seguintes comprimentos de onda: 665, 645, 630 e 480 mµ e 510 mµ, caso sejam aplicadas as equações de Richards para os carotenóides. Em adição aos comprimentos de onda utilizados, uma leitura deve ser feita em 750 mµ e este valor subtraído das densidades ópticas em 665, 645 e 630 mµ. o uso da d. o. 750 mµ serve para corrigir os erros devido a turbidez da água. Esta correçao pode eliminar erros acima de 50%, quando se empregam cubas de 10,0 cm e valores baixos de d.o.

Para determinar a concentraçao das clorofilas numa amostra de 1 de volume (v) usando-se extratos de acetona com volume de alguns ml (ν), usamos a seguinte equação:

onde:

C, e o valor obtido das seguintes equações:

R

= Richards;

P.S.

= Parsons & Strickland;

H.J.

= Humphrey & Jeffrey;

E

= valores de extinção nos comprimentos de onda indicados, medidos em uma cuba de 10 cm.

R. C

(clorofila-a) = 15,6 E₆₆₅ - 2,0 E₆₄₅ - 0,8 E₆₃₀

P. S . C

(clorofila-a) = 11,6 E₆₆₅ - 1,31 E₆₄₅ - 0,14 E₆₃₀

H.J. C

(clorofila-a) = 13,7 E₆₆₅ - 2,16 E₆₄₅ - 0,19 E₆₃₀

R. C

(clorofila-b) = 25,4 E₆₆₅ - 4,4 E₆₆₅ - 10,3 E₆₃₀

P. S . C

(clorofila-b) = 20,7 E₆₄₅ - 4,34 E₆₆₅ - 4,42 E₆₃₀

H.J. C

(clorofila-b) = 22,2 E₆₄₅ - 3,88 E₆₆₅ - 4,72 E₆₃₀

R. C

(clorofila-c) = 109 E₆₃₀ - 12,5 E₆₆₅ - 28,7 E₆₄₅

P. S . C

(clorofila-c) = 55 E₆₃₀ - 4,64 E₆₆₅ - 16, 3 E₆₄₅

H. J . C

(clorofila-c) = 54,6 E₆₃₀ - 6,00 E₆₆₅ - 13,7 E₆₄₅ R . C (carotenóides vegetais) = 7,6 (E₄₈₀ - 1,49 E₅₁₀)

Aparelhagem e equipamento:

1) Equipamento para filtração: suporte para filtros tipo milipóro (AA - HA) de 47 mm ou Whatman (GF/C) de 45 mm.

2) Frascos de 300 ml para lavagem.

3) Tubos graduados para centrifugação de 15 ml de capacidade, tendo tampas de vidro ou de polietileno.

4) Cubas espectrofotométricas de pequeno volume, de 10,0 cm de "path lenght", mas podendo conter 100 ml de solução, ou menos.

Reagentes especiais:

Destilar acetona, cerca de 1% de seu peso, tanto de carbonato de sódio anídrico quanto de sulfito de sódio anídrico. Retire uma fração fervente à temperatura constante de mais ou menos 55,5ºC.

Pipetar 100,0 ml de agua para um fras co graduado, no qual se adiciona acetona para atingir o volume de 1.000 ml.

A acetona redestilada deve ser conservada fechada hermeticamente em frascos de vidro escuro, e os 90% do reagente preparado em pequenas quantidades para uso (um litro de cada vez). O frasco deste reagente deve ser sempre mantido quase cheio.

Suspensão de carbonato de magnésio:

Adicionar aproximadamente 1,0 g de carbonato de magnésio, finamente pulverizado, para 100 ml de água destilada em um frasco Erlenmeyer bem arrolhado. Agitar vigorosamente o fras co para homogeneizar a suspens ao imediatamente antes de usar.

PROCESSO DO FRACIONAMENTO - Além da técnica da clorofila achamos também de igual necessidade, descrever o método utilizado para se fracionar o fitoplâncton, pois, é fundamental o estudo da distribuição por tamanho das células do fitoplâncton quer sob o ponto de vista estático ("standing-stock" ) ou dinâmico (produção da matéria orgânica). O fitoplâncton, sob o ponto de vista de tamanho,pode ser dividido em dois grandes grupos: o microfitoplâncton, constituído por células maiores que 50 µ, e o nanofitoplâncton, por células menores que 50 µ. Para se fracionar o fitoplâncton (= separar o micro do nanofitoplâncton) basta que se separe as células de diferentes tamanhos através de um meio mecânico, como por exemplo, filtrando-se urna amostra de fitoplâncton através de redes ou filtros, cujos poros apresentem um diâme tro de 50 µ. As duas frações (a retida e a filtrada) poderão, a seguir, ser estimadas em termos do numero de células, ou de pigmentos, ou ainda de impulsos radioativos quando se utilizar um radionuclídeo corno traçador. Para que o leitor possa melhor visualizar a técnica na prática, apresentamos um esquema mostrando as fases do método do fracionamento (Fig. 10).

Fig. 10

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  11 Jun 2012
• Data do Fascículo
  1973

Histórico

• Recebido
  12 Ago 1972