Desenvolvimento embrionário de oócitos bovinos mantidos em fluido folicular bovino de folículos de diferentes diâmetros

Embryo development of bovine oocytes held in follicular fluid from bovine follicles of different diameters

Desenvolvimento embrionário de oócitos bovinos mantidos em fluido folicular bovino de folículos de diferentes diâmetros

Embryo development of bovine oocytes held in follicular fluid from bovine follicles of different diameters

Lucio Pereira Rauber^I; Denis Faustino Alves^I; Giuliano Moraes Figueiró^I; Daniela dos Santos Brum^I; Tiago Fernando Hilgert^I; Mari Lourdes Bernardi^II; Carlos Antônio Mondino Silva^I; Mara Iolanda Batistella Rubin^I

^IEmbryolab - Departamento de Clínica de Grandes Animais do Centro de Ciências Rurais da Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria - RS

^IIDepartamento de Zootecnia da Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre - RS

^{Endereço para correspondência}

RESUMO

Oócitos bovinos têm sido mantidos em fluido folicular como meio para transporte e para aumento de sua competência, antes da maturação. Oitocentos e oitenta e um (881) oócitos foram aspirados de folículos de 2 a 8mm, de ovários de abatedouro, para avaliar o efeito da manutenção de oócitos bovinos em fluido folicular bovino de folículos de diferentes tamanhos sobre o desenvolvimento embrionário. Os oócitos foram distribuídos aleatoriamente em quatro tratamentos, com sete repetições cada. No grupo controle (n=217), os oócitos foram maturados por 24h em TCM-199 com Soro de Égua em Estro (SEE), piruvato e rFSH-h, em estufa a 39°C, com 5,00% de CO2 e umidade saturada. No tratamento FFpequeno (n=216), os oócitos foram mantidos por 6h em fluido folicular de folículos de 3 a 5mm a 30°C e posteriormente maturados por 18h nas mesmas condições do grupo controle. Os oócitos dos tratamentos FFmédio (n=226) e FFgrande (n=222) foram mantidos em fluido folicular de folículos com 5,1 a 8mm e folículos maiores de 8,1mm, respectivamente e, após, maturados por 18h. Após a fecundação por 18h, os zigotos foram cultivados por 8 dias em SOFaaci com 5,00% de SEE, em estufa a 39°C, em bolsas gaseificadas com 5,00%CO2, 5,00%O2 e 90,00%N2. Oócitos do grupo FFpequeno resultaram em menor (P<0,05) taxa de blastocistos em D7 que os grupos Controle e FFgrande. No D9, as taxas de blastocistos e de eclosão não diferiram (P>0,05) entre os grupos. O fluido folicular de folículos médios e grandes pode ser utilizado para o manutenção de oócitos bovinos por 6h a 30°C, antes da maturação por 18h.

Palavras-chave: Transporte; Diâmetro folicular; Maturação; Meiose.

SUMMARY

Bovine oocytes have been maintained in the follicular fluid to be transported and to increase their competence, before maturation. Eight hundred eighty-one (881) oocytes, aspirated from bovine slaughterhouse ovaries, were used to evaluate the effect of holding bovine oocytes in follicular fluid (FF) of bovine follicles of different diameters on the rate of embryo development. The oocytes were randomly distributed in four treatments with seven replicates each: The control group (n=217) was constituted by oocytes matured for 24h in modified TCM-199 with Estrus Mare Serum (EMS), pyruvate and rFSH-h in incubator with 5,00% CO₂, 39°C and saturated humidity. In the FFsmall group (3 to 5mm follicles; n=216), the oocytes were held for 6h in follicular fluid at 30°C and matured for 18h in the same conditions of the Control-group. The oocytes of the FFmedium group (5,1-8mm follicles; n=226) and of the FFlarge group (>8,1mm follicles; n=222) were held in follicular fluid and matured like FFsmall. Fertilization was accomplished during 18h and, after this, the zygotes were cultured for 8 days in SOFaaci medium + 5,00% EMS in incubator at 39°C using plastic bags gasified with 5,00%CO₂, 5,00%O₂ and 90,00%N₂. FFsmall oocytes produced a lower (P<0,05) blastocyst rate than Control and FFlarge groups, at D7. At D9, blastocyst and hatching rates were similar (P>0,05) between the groups. Follicular fluid of medium and large follicles could be used to hold for 6h at 30°C bovine oocytes before their maturation for 18h.

Key-words: Transport; Follicular diameter; Maturation; Meiosis.

Introdução

Em vacas cíclicas sadias, aproximadamente 85,00% dos oócitos ovulados se desenvolvem até embrião, enquanto que pela recuperação de oócitos com auxílio de ultra-sonografia (OPU) seguida da produção in vitro (PIV), 15,00 a 20,00% tornam-se embriões transferíveis¹. Um dos motivos desta baixa produção de embriões é a grande variação nas características dos oócitos recuperados, já que os folículos puncionados, tanto in vivo quanto in vitro, estão em diferentes estágios de desenvolvimento e atresia. Com o crescente uso da OPU, na maioria dos casos, existe a necessidade de transportar os oócitos por um longo período de tempo até o laboratório onde é conduzida a produção dos embriões. Já se tem conhecimento de que oócitos bovinos podem ser mantidos em fluido folicular bovino ou eqüino, por até 6h, a 30°C, antes da maturação^2,3.

A competência do oócito refere-se à sua habilidade em se desenvolver até um determinado estágio embrionário, após a fecundação in vitro. A aquisição de competência para desenvolvimento depende de mudanças que ocorrem tanto no oócito quanto nas células que o envolvem diretamente e nas células do folículo⁴. Dentro do folículo, o oócito está em repouso na prófase da primeira divisão meiótica. Quando o oócito permanece no folículo, a maturação nuclear não ocorre até o surgimento da onda de LH⁵. A maturação em si inclui o complemento de dois programas celulares: maturação nuclear (retomada da meiose) e maturação citoplasmática (mudanças moleculares e estruturais). Estas mudanças conferem ao oócito maturo a capacidade de ser fecundado e desenvolver-se até estágios embrionários precoces⁶.

Richard e Sirard⁷ sugerem que fatores inibitórios são produzidos pelas células da teca e/ou granulosa da parede folicular e que, em bovinos, as células da granulosa sozinhas são suficientemente competentes para a manutenção do oócito em meiose. Estes fatores estão presentes em maior concentração nos folículos menores, cujo fluido folicular é capaz de reter a meiose, durante a incubação in vitro⁸.

O fluido folicular (FF) bovino é um exsudato do plasma sangüíneo com diferentes fatores protéicos, glicoproteínas, glicosaminoglicanos, esteróides e muitos outros metabólitos sintetizados pelas células da parede folicular⁹. Atualmente, o fluido folicular tem sido utilizado no meio de maturação em substituição a outras fontes protéicas. Romero-Arredondo e Seidel¹⁰ concluíram que a suplementação do meio de maturação com 20,00% de FF aumenta a qualidade dos oócitos, sendo que o fluido folicular pode ser utilizado em substituição ao soro fetal bovino^11,12. Já foi relatada a importância de alguns constituintes do fluido folicular na aquisição da competência de desenvolvimento do oócito. Os esteróides, como o estradiol e progesterona, estão altamente relacionados com o crescimento e atresia dos folículos, produzindo efeito também nos oócitos¹³.

No presente trabalho, avaliou-se a influência do diâmetro do folículo que fornece o fluido folicular para a manutenção de oócitos bovinos antes da maturação in vitro, sobre o futuro desenvolvimento embrionário in vitro.

Material e Método

Obtenção do líquido folicular

Os folículos de ovários obtidos de frigoríficos foram dissecados totalmente com o auxílio de pinças e tesouras, sendo mensurados sob lupa estereomicroscópica, utilizando-se uma régua milimétrica e paquímetro. Após medidos, os folículos foram separados em três grupos: os folículos recuperados com 3 até 5mm de diâmetro constituíram o grupo de fluido folicular de folículos pequenos (FFpequeno), os folículos com 5,1 a 8mm de diâmetro formaram o grupo de folículos médios (FFmédio) e, por último, os folículos com diâmetro 8,1 a 14 mm constituíram o grupo de folículos grandes (FFgrande).

Em seguida, os folículos foram secos com papel toalha e puncionados com bomba de vácuo (Nevoni Equipamento Odonto Méd. Hospitalar Ltda - Rua Dom João V, 266/280 Lapa 05075-060 São Paulo, SP). O líquido obtido de cada grupo de folículos foi centrifugado por 10 minutos a 1000g, o sobrenadante foi aliquotado em tubos Eppendorf (Eppendorf AG Barkhausenweg 1 22331 Hamburg, Alemanha) de fundo cônico com 400mL de fluido folicular e estocados a -20ºC.

Coleta e seleção dos oócitos

Os oócitos utilizados no experimento foram obtidos de ovários provenientes de frigorífico e transportados a 30ºC em solução fisiológica a 0,90% de NaCl. No laboratório, os ovários foram lavados em álcool 70% e, em seguida, lavados em solução fisiológica. Os folículos com diâmetro entre 2 e 8mm foram puncionados com auxílio de uma bomba de vácuo e os oócitos mantidos em fluido folicular para identificação sob lupa estereomicroscópica. Após este procedimento, foram selecionados os oócitos com camadas múltiplas de células do cumulus e ooplasma homogêneo ¹⁴.

Maturação e fecundação in vitro dos oócitos

Efetuada a seleção, os CCO's foram divididos aleatoriamente em quatro grupos de 20 a 30 oócitos. O grupo controle (C) foi lavado cinco vezes com meio composto de TCM-199³ modificado, adicionado de 5,95mg/ml de HEPES(Sigma Chemical CO - P.O. Box 14508, St Louis, MO, 63178, USA), 0,025mg/ml de piruvato de sódio e 10,00% de soro de égua em estro ^15,16 sendo denominado de TCM-HEPES. Esse grupo foi passado diretamente ao meio de maturação in vitro, constituído pelo meio TCM-199 acrescido de 0,01UI de rFSHh/mL(Serono Pharma S.P. a - 70123 Bari, Italia. Cat. L1930300), distribuído em gotas de 400mL de meio, em placas de cultivo de quatro poços(Nunc A/S- Kamstrupvej 90 - P.º Box 280 DK-4000 Rroskilde, Dinamarca. Cat.176740), permanecendo por 24h em estufa de cultivo (W.C. Heraeus GmbH & Co. KG - Heraeustrasse 12-14 63450 Hanau, Alemanha) à temperatura de 39°C, com 5,00% de CO₂ em ar e umidade saturada. Os oócitos dos grupos FFpequeno, FFmédio e FFgrande foram depositados em 400mL do FF correspondente, em tubos de poliestireno (Fisher Scientific Company, Pittsburgh, PA 156219m USA. Cat. 14.956-3C) de 5mL. Os tubos foram vedados, envoltos por papel alumínio e mantidos em banho-maria por 6h a 30ºC, sem controle da atmosfera gasosa. Após esse período, os oócitos recuperados foram lavados cinco vezes com o meio TCM-HEPES e colocados para maturar em meio idêntico ao utilizado na maturação do grupo controle, porém por um período de 18 horas.

Os oócitos foram transferidos do meio de maturação para gotas de 400mL de meio TALP-FERT, com 6mg/ml de BSA(GibcoTM Grand Island, NY, 14072, USA), 0,22mg/ml de piruvato de sódio e PHE. Este meio foi estabilizado em estufa por duas horas e, imediatamente após, adicionava-se ao mesmo 30mg/ml de heparina para então proceder à fecundação com sêmen congelado de um touro Bos taurus previamente testado para a FIV. Os espermatozóides foram selecionados por migração ascendente (swim-up), em meio TALP-SPERM, acrescido de 6mg/mL de BSA e 0,11mg/mL de piruvatode sódio. Para a fecundação utilizou-se uma dose inseminante na concentração de 1x10⁶ espermatozóides/mL e a incubação dos oócitos/espermatozóides foi conduzida em estufa de cultivo a 39°C, com 5,00% de CO₂ em ar, com umidade saturada, por um período de 18 horas.

Cultivo in vitro dos embriões

Após o período de fecundação, os oócitos/zigotos foram retirados do meio FERT-TALP e submetidos à agitação mecânica, em vórtex, por 85 segundos, com o objetivo de liberar as células do cumulus oophorus. Encerrado este procedimento, os oócitos recém-fecundados foram transferidos para o meio de cultivo SOF modificado por Holm. Booth e Schmidt¹⁷, contendo 5,00% de SEE, onde permaneceram por 8 dias, em gotas de 400mL, em placas de cultivo de quatro poços sob óleo mineral dentro de bolsas gaseificadas com 5,00% de CO₂, 5,00% de O₂ e 90,00% de N₂, em estufa de cultivo a 39°C. A avaliação da taxa de clivagem foi efetuada no dia 2 (D2); de blastocistos (Blastocistos iniciais, Blastocistos, Blastocistos expandidos e eclodidos), no dia 7 (D7) e de blastocistos expandidos/eclodidos, no dia 9 (D9). Além disto, foi avaliada a taxa de eclosão, representada pelo número de blastocistos eclodidos sobre o número de blastocistos obtidos no D7. Considerou-se a data da fecundação como dia zero (D0). Após a avaliação da taxa de desenvolvimento no D9, os blastocistos eclodidos de todos os grupos foram fixados em paraformolaldeído a 2,00%, para a realização da contagem do número de células. Os embriões foram corados com Hoechst na concentração final de 10 mg/mL de PBS salino. A visualização foi efetuada em microscópio de epifluorescência equipado com filtro de excitação (365mm) e filtro de barreira (410 nm).

Delineamento experimental e análise estatística

O delineamento experimental utilizado foi de blocos inteiramente casualizados. Os diferentes tratamentos foram realizados simultaneamente, sendo que cada uma das sete repetições foi considerada um bloco. Antes da análise, os dados referentes ao número de células dos blastocistos foram submetidos à transformação logarítmica de modo a uniformizar a variância. Os resultados foram processados pelo programa estatístico SAS utilizando o procedimento GLM¹⁸ e as médias comparadas pelo teste de Tukey com um nível de 5,00% de significância.

Resultados

Os resultados referentes às taxas de clivagem, blastocistos e taxa de eclosão estão apresentados na Tabela 1. Na avaliação realizada no D2, a taxa de clivagem do grupo controle não diferiu (P>0,05) do grupo mantido em fluido folicular de folículos pequenos (FFpequeno), mas foi superior (P<0,05) à observada nos grupos mantidos em fluido folicular de folículos médios (FFmédio) e grandes (FFgrande). Na avaliação do D7, os grupos controle e FFgrande apresentaram uma maior taxa de blastocistos (P<0,05) que o grupo FFpequeno. No D9, não houve diferença significativa nas taxas de blastocistos e na taxa de eclosão (P>0,05) entre os grupos. Embora a taxa de blastocistos observada no grupo de oócitos mantido em FFgrande (24,80%) tenha sido superior ao FFpequeno (13,90%), essa diferença não foi significativa.

Não houve diferença (P>0,05) no número médio de células de blastocistos eclodidos, entre os tratamentos (Tabela 2), embora os embriões do grupo controle tenham apresentado número de células inferior aos blastocistos do grupo FFgrande.

Discussão

Outros autores^2,3 utilizaram o fluido folicular obtido da punção de folículos bovinos entre 2 e 8mm de diâmetro para o transporte de oócitos, mas sabe-se que neste pool existem folículos em estágios diferenciados de desenvolvimento e atresia, cujo fluido apresenta composição variável^12,19,20,21. Levando em conta este aspecto, no presente estudo foi avaliado se o tamanho folicular poderia influenciar na capacidade de maturação ou desenvolvimento pós-fecundação de oócitos bovinos. Evidenciou-se que a manutenção dos oócitos em fluido de folículos de 3 a 5mm resultou em menor produção de blastocistos em D7, em comparação ao grupo controle e aos oócitos que foram expostos ao fluido de folículos com diâmetro superior a 8mm.

Oócitos bovinos obtidos de folículos menores de 2mm de diâmetro dificilmente desenvolvem-se além de 8 células. Já os oócitos provenientes de folículos de tamanho médio a grande possuem capacidade de desenvolvimento semelhante²². Visto que o aumento da competência de desenvolvimento do oócito bovino é associado com o aumento do diâmetro do folículo ^1,4, a manutenção dos oócitos em fluido folicular, antes da maturação, tem como objetivo, além do transporte, simular a permanência dos oócitos em um folículo de tamanho compatível com a presença de fatores que possam ser favoráveis para sua competência. Embora o crescimento do oócito esteja quase completo quando seu folículo atinge 3mm de diâmetro, o crescimento folicular está associado ao aumento dos níveis intrafoliculares de estradiol e à diminuição das proteínas de ligação do IGF^23,24, condições essenciais para que os folículos estabeleçam sua dominância. Além disto, a secreção pré-ovulatória de gonadotrofinas suprime os fatores inibidores da meiose produzidos pelas células da granulosa²⁵. Desta forma, é possível que o fluido folicular proveniente de folículos maiores de 8mm tenha uma menor concentração de fatores inibidores, e uma maior concentração de fatores estimuladores da maturação oocitária, já que correspondem a folículos que foram selecionados e iriam exercer dominância sobre os outros.

O desenvolvimento embrionário, após a maturação e fecundação in vitro, é menos efetivo do que o de oócitos maturados in vivo. Acredita-se que isto ocorra por uma maturação citoplasmática incompleta²⁶. De acordo com Hendriksen et al.¹, a quebra da vesícula germinativa (VG) in vitro ocorre mais rapidamente (5 a 6 h) do que in vivo (7 a 10 h), sugerindo que antes de continuar a maturação é requerido um período de pré-maturação, que ocorre naturalmente in vivo durante o desenvolvimento pré-ovulatório. Embora tenha sido demonstrado que o fluido folicular de folículos pequenos (<3mm) favorece a manutenção do estado de VG⁸, a presença de 80,00% de fluído de folículos de tamanho médio (3 a 5mm) não é eficaz na retenção da meiose^27,28. Além disto, o fluido de folículos >6mm foi incapaz de reter a meiose dos oócitos, os quais apresentaram, nas 12, 18 e 24h de incubação, percentuais de VG semelhantes aos expostos a soro fetal bovino²⁸. Estas observações, associadas às do presente estudo, no qual folículos de tamanho médio (5,1-8mm) e grande (>8,1mm) conferiram um maior potencial de desenvolvimento após fecundação do que folículos pequenos (3-5mm), evidenciam que não é somente um maior tempo de retenção da meiose que irá permitir a maturação citoplasmática, mas esta parece depender também da composição do meio em que os oócitos se encontram.

É provável que substâncias estimuladoras estejam presentes nos folículos grandes e médios e ausentes ou presentes em menor concentração nos folículos pequenos. Esta hipótese é reforçada pelas observações de que a presença de fluido folicular bovino de folículos >15mm, no meio de maturação²⁹, e de folículos de 1 a 5mm, no meio de fecundação³⁰, apresentaram um efeito positivo e negativo, respectivamente, sobre o desenvolvimento embrionário em bovinos. Oócitos bovinos obtidos de folículos antrais cultivados por 24h tiveram desenvolvimento significativamente maior do que os aspirados diretamente de folículos de 3 a 8mm de diâmetro³¹. De fato, os oócitos removidos de folículos de 2 a 8mm são expostos a condições de maturação in vitro que não imitam a modificação gradual da composição do fluido folicular que ocorre in vivo, aspecto importante sobretudo para oócitos obtidos dos folículos menores, cuja composição do fluido ainda não passou por mudanças substanciais. Isto sugere que um maior período de permanência junto ao folículo faz com que o oócito adquira uma maior capacidade de desenvolvimento, o que pode ser simulado, in vitro, pelo menos parcialmente, pela sua exposição ao fluido folicular de folículos cuja composição esteja mais próxima daquela presente in vivo, no período pré-ovulatório.

Observou-se, no presente estudo, que os embriões dos tratamentos em que os oócitos foram expostos ao fluido folicular apresentavam uma qualidade morfológica superior aos do grupo controle. O menor número (P<0,08) de células observadas nos embriões obtidos dos oócitos do grupo controle em comparação aos oócitos mantidos em FFgrande, confirmaria esta observação. No entanto, como isto não foi efetuado de forma sistemática, em todas as repetições do experimento, de modo a permitir uma análise mais detalhada, sugere-se que em novos estudos este aspecto seja considerado.

A constatação de que o fluido folicular de folículos médios e grandes apresenta bons resultados de PIV reforça a idéia de que o mesmo seja um meio efetivo para o transporte de oócitos obtidos por OPU, por um período de até 6 horas. A vantagem da utilização de fluido folicular de folículos deste tamanho é que os mesmos podem facilmente ser visualizados na superfície do ovário, podendo ser aspirados diretamente, sem a necessidade de dissecação, como foi efetuado no presente estudo.

Conclusões

A manutenção de oócitos bovinos, por um período de 6h, a 30ºC, antes da maturação in vitro por 18h, pode ser efetuada em fluido folicular bovino de folículos grandes (>8,1mm) e médios (5,1-8mm) visando sua aplicação nos programas de PIV.

Recebido para publicação: 11/07/2002

Aprovado para publicação: 06/05/2003

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  04 Maio 2004
• Data do Fascículo
  2003

Histórico

• Aceito
  06 Maio 2003
• Recebido
  11 Jul 2002