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Brazilian Archives of Biology and Technology

Print version ISSN 1516-8913

Braz. arch. biol. technol. vol.43 no.1 Curitiba  2000

http://dx.doi.org/10.1590/S1516-89132000000100015 

Produção de Lactobacillus plantarum em melaço de cana-de-açúcar

 

 

Valdemar P. FeltrinII; Ernani S. Sant'AnnaI*; Anna C. S. Porto I and Regina C. O. TorresI

IUniversidade Federal de Santa Catarina/Departamento de Ciência e Tecnologia de Alimentos UFSC/CCA/CAL Av. Admar Gonzaga, 1346 - Itacorubi - 88034-001 Florianópolis, SC
IICentro Federal de Educação Tecnológica do Paraná – CEFET, Medianeira, PR – Brasil

 

 


ABSTRACT

Comparative studies of Lactobacillus plantarum were carried out in MRS broth (control) and in 3% (w/v) sugar cane blackstrap molasses enriched as follows: 0.5% yeast extract, 0.5% ammonium citrate and 0.5% sodium acetate (Medium 1) and 0.5% yeast extract, 0.5% ammonium citrate, 0.5% sodium acetate, 0.5% ammonium phosphate, 0.2% ammonium citrate, 0.1% Tween 80 and 0.005% manganese sulphate (Medium 2). The experiment, was carried out at a 5 L fermentor, with 3.5 L as working volume. At the end of the fermentation period MRS presented the highest viable cells production (28.68 log CFU/mL) while in Medium 2 it was 25.80 and in Medium 1 19.36 log CFU/mL. Biomass productivity was 0.0865 g.L-1.h for MRS (control), 0.0768 and 0.0507 g.L-1.h for Medium 2 and Medium 1, respectively. In Medium 1 total available sugar consume was only 60.11% while in MRS and Medium 2 it was 87.21% and 83.80%, respectively.

Key words: Lactobacillus plantarum, fermentation, molasses.


 

 

INTRODUCTION

Bactérias ácido lácticas pertencentes à família Lactobacillaceae (Lactobacillus, Streptococcus, Pediococcus, Leuconostoc) exercem um papel importante na fabricação e conservação de alimentos fermentados. Muitos desses microrganismos são usados comercialmente para a produção de leite fermentado, iogurte, produtos cárneos e vegetais (Diez Fernandes, 1983).

Bactérias ácido lácticas podem ser isoladas de produtos lácteos, cárneos, frutas e vegetais. São usadas no processamento de muitas matérias-prima para produzir alimentos com aromas melhorados e aumentar as suas propriedades profiláticas e terapêuticas. Além disso, as bactérias ácido lácticas são conhecidas pelas propriedades antibacterianas, atribuídas aos produtos finais de seu metabolismo, tais como ácido láctico, peróxido de hidrogênio, componentes peptídicos e bacteriocinas (Sarkar & Banerjee, 1996).

Lactobacillus plantarum é um microrganismo encontrado em silagens e em alguns produtos alimentícios, geralmente são homofermentativos e convertem mais de 80% dos açúcares fermentescíveis à lactato. A produção rápida de ácido láctico é uma característica marcante desse microrganismo (Mcfall & Monteville, 1989).

O melaço de cana-de-açúcar é um substrato rico em açúcares fermentecíveis e minerais tais como manganês, magnésio, fósforo, potássio, zinco, sódio e cálcio, sendo considerado um bom substrato para o cultivo de bactérias ácido lácticas (Delgado, 1975).

Para o desenvolvimento ou crescimento de qualquer tipo de microrganismo é preciso que o substrato preencha as necessidades nutricionais do mesmo e que seja economicamente viável. O melaço de cana-de-açúcar, que é um subproduto da indústria de açúcar, possui na sua composição uma grande quantidade de açúcares fermentescíveis e é considerado um resíduo de fácil manipulação, baixo custo, com grande potencial e muitas aplicações a nível industrial (Lima, 1987).

Em virtude da sua composição, o melaço é utilizado fundamentalmente como fonte de carbono e energia, sendo necessário suplementá-lo com nitrogênio e alguns minerais, especialmente fósforo e magnésio (Diez & Yokoya, 1996).

O presente trabalho teve por objetivo elaborar um meio de cultura usando como substrato principal o melaço de cana-de-açúcar, enriquecido para suprir as necessidades nutricionais de Lactobacillus plantarum, visando a produção de biomassa e de células viáveis para utilização em processos fermentativos alimentares.

 

MATERIAL E MÉTODOS

Microrganismo: Lactobacillus plantarum (ATCC 8014) cedido por Laboratories Christian Hansen. A cultura liofilizada foi ativada em 10 mL de solução de glicose a 1,5%, incubada a 35° C por 4 horas e ressuspensa em 10 mL de caldo MRS (Man, Rogosa & Sharpe) e incubada a 35° C por 24 horas. O microrganismo foi isolado em agar MRS (Oxoid) por estriamento descontínuo, para observação da morfologia das colônias pela coloração de Gram e realização de provas bioquímicas.

Preparo dos meios experimentais: o melaço de cana-de-açúcar foi diluído a 3% (p/v) e centrifugado (Janetzki S60) à 4000 rpm durante 25 minutos para retirada dos sólidos em suspensão, sendo o sobrenadante utilizado para o preparo dos meios experimentais.

O meio experimental 1 (Meio 1) foi constituído de melaço de cana-de-açúcar a 3% (p/v), extrato de levedura 0,5%, citrato de amônio 0,5% e acetato de sódio 0,5%. O meio experimental 2 (Meio 2) foi constituído de melaço de cana-de-açúcar 3% (p/v), extrato de levedura 0,5%, acetato de sódio 0,5%, fosfato de amônio 0,5%, citrato de amônio 0,5%, Tween 80 0,1% e sulfato de manganês. O fosfato de amônio foi esterilizado separado (para evitar precipitação), e adicionado ao Meio 2 estéril. Como meio controle foi utilizado o caldo MRS (Oxoid). Os meios foram esterilizados em autoclave a 121° C por 15 minutos.

Preparo do inóculo: o inóculo foi obtido a partir da cepa ativada em 10 mL de caldo MRS (35± 1° C/24 horas) e inoculado em 100 mL nos Meios 1 e 2, incubado a 35° C por 14 horas para adaptação do microrganismo. Foram retiradas alíquotas de 3 mL e colocadas em frascos estéreis, aos quais foi adicionado glicerol estéril a 2% para evitar o ressecamento do meio, e em seguida, armazenadas a -18° C até sua utilização.

A cada fermentação, uma alíquota (3 mL) de inóculo dos diferentes meios eram descongeladas e reativadas em 100 mL do meio do cultivo por 14 horas/35± 1° C. A concentração de biomassa foi determinada pelo método de ensaio espectrofotométrico (Kanasaki et al., 1975) e o número de células viáveis através de contagem em placas (semeadura em profundidade) em agar MRS após 24 horas a 35± 1° C.

Cultivo de Lactobacillus plantarum nos meios controle e experimentais: foram transferidas alíquotas de 3 mL de cada meio, contendo aproximadamente 9 log UFC/mL de L.plantarum, para o fermentador (New Brunswick Cientific, modelo Bioflo 2000), com volume de 3,5 L do meio de cultivo, com agitação de 150 rpm, temperatura de 35± 0,1° C, aeração de 0,7 vvm (L de ar/L de meio/min) e tempo de cultivo de 24 horas. A concentração inicial de L. plantarum no fermentador, foi de aproximadamente 6 log UFC/mL. O experimento foi realizado em triplicata.

Avaliação do melaço de cana-de-açúcar: a determinação da composição centesimal do melaço foi realizada de acordo com as técnicas da AOAC (1984): umidade (técnica nº 9006), cinzas (técnica nº 14006), nitrogênio total (técnica nº 2057), glicídios redutores em glicose (técnica nº 31091) e glicídios não redutores em sacarose (técnica nº 31092)

Avaliação do crescimento: as amostras foram coletadas em triplicata, em frascos estéreis, em intervalos de 2 horas. A contagem de células viáveis foi realizada em placas de agar MRS (Oxoid) por semeadura em profundidade, incubada a 35± 1° C por 24 horas.

A biomassa (g/L) foi determinada por espectrofotometria segundo procedimentos de Kanasaki et al. (1975), com leitura de densidade ótica (espectrofotômetro MC, modelo 724) a 520 nm usando como referência uma curva de densidade ótica versus peso seco, em alíquotas de 3 mL centrifugadas (FANEM, modelo 204-NR) a 3000 rpm por 15 minutos. As células foram ressuspensas em 3 mL de água peptonada a 1%, 3 mL de EDTA a 1% e duas gotas de NaOH 20M.

Para determinação de peso seco, alíquotas de 10 mL foram centrifugadas a 3000 rpm por 15 minutos. O sobrenadante foi separado (estocado a -18° C para posterior determinação do consumo de açúcares totais disponíveis) e o precipitado foi seco a 105° C até peso constante.

O pH foi monitorado no decorrer da fermentação a cada retirada de amostra (SCHOTT GERAT, modelo CG 918).

Consumo de açúcares: o consumo de açúcares foi determinado pelo método de carboidratos totais disponíveis (NOVOA et al., 1993).

Consumo de nitrogênio total e minerais (K, Mn, Mg e P): as análises de nitrogênio total e minerais (K, Mn, Mg e P) foram efetuadas segundo as técnicas da AOAC (1984): nitrogênio total (técnica nº 2057), teor potássio (técnica nº 33103), teor de manganês e magnésio (técnica nº 33088) e fósforo (técnica nº 33111).

Análise estatística: o delineamento experimental foi o inteiramente casualizado com três tratamentos (meios de cultura) e três repetições. Os resultados foram avaliados pela análise de variância e o teste de comparação de médias pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade.

 

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Composição do melaço de cana-de-açúcar

A Tabela 1 apresenta a composição físico-química do melaço de cana-de-açúcar bruto utilizado. O pH do melaço foi de 5,9.

 

 

O melaço de cana-de-açúcar utilizado apresentou 48,50% de açúcares totais, sendo o maior percentual constituído de sacarose. Considerando que para o crescimento de qualquer microrganismo o substrato deve atender as necessidades nutricionais e energéticas do mesmo (carbono, hidrogênio, oxigênio e nitrogênio), o melaço de cana-de-açúcar foi enriquecido com uma fonte de nitrogênio utilizando sais que continham amônia (nitrogênio inorgânico) e extrato de levedura (hidrolisado protéico).

Com relação as fontes de nitrogênio inorgânico e orgânico, é importante ressaltar que os microrganismos consomem ambas as fontes, no entanto, existe uma maior preferência pelo nitrogênio inorgânico e, somente quando a concentração das fontes inorgânicas atingem valores muito baixos ou são esgotados, é que as fontes orgânicas são utilizadas (Esteves, 1988).

O extrato de levedura, adicionado para enriquecer os meios experimentais, é um excelente estimulador do crescimento bacteriano, por apresentar alto conteúdo de vitaminas do complexo B (DIFCO, 1984).

Como o melaço de cana-de-açúcar utilizado foi diluído a 3%, a concentração inicial de nitrogênio no meio de cultura foi de 0,17 g/L. A concentração média de nitrogênio no meio controle no início das fermentações foi de 3,07 g/L. O baixo teor de nitrogênio no melaço a 3% requer a adição deste elemento para o desenvolvimento de microrganismos.

Contagem do número de células viáveis de Lactobacillus plantarum nos meios controle e experimentais

O meio controle apresentou um crescimento máximo de 28,68 log UFC/mL, maior do que os Meios 1 e 2 (19,63 e 25,80 log UFC/mL, respectivamente), conforme Figura 1.

 

 

Os resultados indicam que a fase exponencial de crescimento ocorreu em intervalos de tempos diferentes durante as fermentações. No meio controle, a fase exponencial ocorreu entre 4 e 18 horas, no Meio 1, entre 6 e 14 horas e no Meio 2, entre 6 e 18 horas.

No caldo MRS ocorreu aumento de 22 ciclos de log em 24 horas, seguido pelo Meio 2 com 19 ciclos, enquanto que no Meio 1 o aumento foi de apenas 13 ciclos. O Meio 2 obteve resultados próximos aos do meio controle, enquanto o Meio 1, mostrou-se pouco viável para o cultivo de L. plantarum.

Concentração de biomassa de Lactobacillus plantarum

A concentração média final da biomassa obtida nas fermentações no meio controle e nos Meios 1 e 2 foi de 2,22 g/L, 1,37 g/L e 2,01 g/L respectivamente, conforme mostra a Figura 2.

 

 

As concentrações de biomassa estão relacionadas com a composição dos meios utilizados. A concentração de açúcares totais no início das fermentações foi semelhante. Os teores de nitrogênio total e fósforo no Meio 1 foram muito inferiores ao do meio controle, enquanto o Meio 2 apresentou teores de nitrogênio total e fósforo próximos ao meio controle.

A produtividade de biomassa de Lactobacillus plantarum no meio controle (0,0865 g/L.h), Meio 2 (0,0768 g/L.h) e Meio 1 (0,0507 g/L.h) foram estatisticamente diferentes (p < 0,05).

 

Variação do pH

O valor do pH inicial nos meios de cultivo foi de 6,0 ± 0,2 para todas as fermentações.

No meio MRS o pH final foi de 3,72 após 24 horas de cultivo, sendo que para os Meios 1 e 2 foi de 4,18 e 3,99, respectivamente. No meio MRS (controle) os valores médios de pH foram inferiores ao do Meio 1 devido a maior produtividade de células viáveis. No Meio 2 os valores médios de pH foram próximos aos valores do meio controle, assim como o número de células viáveis.

Na Figura 3 pode-se observar que ocorreu uma diminuição gradativa dos valores de pH durante as 24 horas de fermentação, confirmando a característica acidificante do microrganismo.

 

 

Consumo de açúcares totais disponíveis (AT)

Com relação ao consumo de AT, no meio controle o consumo médio foi de 87,21% e nos Meios 1 e 2 foi de 60,11% e 83,80%, respectivamente, durante as 24 horas de fermentação. O Meio 2, em relação ao consumo de AT, apresentou resultados próximos ao meio controle.

Consumo de nitrogênio total, P, K, Mn e Mg

O consumo médio de nitrogênio total foi de 0,2 g/L (meio controle), 0,13 g/L (Meio 1) e 0,17 g/L (Meio 2), conforme Tabela 2.

A diferença verificada pode ser atribuída a maior concentração de nitrogênio no meio controle (3,07 g/L), enquanto que para os Meios 1 e 2, as concentrações de nitrogênio foram inferiores (1,31 e 2,80 g/L, respectivamente).

A concentração inicial de fósforo no meio controle foi de 0,351%, no Meio 1 e 2 foi de 0,045% e 0,028 %, sendo o consumo maior no meio controle (0,024%).O teor inicial de potássio foi de 0,10% no meio controle, 0,221% no Meio 1 e 0,246% no Meio 2. O consumo de potássio no Meio 2 (0,025%) foi próximo ao meio controle.

A determinação do consumo de fósforo e potássio é de suma importância, uma vez que ambos participam da constituição dos ácidos nucléicos, dos fosfolipídeos e das substâncias energéticas da série ATP permitindo a acumulação e a distribuição da energia da célula (Bocquet, 1985).

O teor de Mn no meio controle (15,2 ppm) apresentou-se demasiadamente superior ao Meio 1 (1,7 ppm) e equivalente ao Meio 2 (16,5 ppm).

O teor de Mg nos meios experimentais foram 82 ppm (Meio 1) e 87 ppm (Meio 2), superiores ao meio controle (30 ppm). O consumo de Mg dos meios foi também diferenciado, não apresentando uma relação com o número de células viáveis nem com a biomassa produzida.

 

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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Received: July 31,1998;
Revised: August 05, 1998;
Accepted: October 29, 1998.

 

 

*Author for correspondence