INTRODUÇÃO

O tambaqui Colossoma macropomum (Cuvier, 1818) é um Characiformes da família Characidae, que alcança cerca de 1 m e 30kg, que até a década de 1980 era a espécie mais abundante na pesca na bacia amazônica. com destacado consumo, atingindo altos valores no mercado de Manaus (^{SANTOS & SANTOS, 2005}). Atualmente esta espécie vem sendo produzida devido as características favoráveis ao cultivo como a sua capacidade de reprodução em cativeiro (^{MENEZES et al., 2008}; ^{MUNIZ et al., 2008)} e de assimilação e crescimento por se alimentar com rações com proteína a base de vegetal (^{LOPES et al., 2010}; ^{PEREIRA et al., 2013}; ^{PEREIRA JUNIOR et al., 2013)}, o que torna os custos com alimentação mais baixos.

Existe uma constante preocupação em se aprimorar a tecnologia de produção de larvas e alevinos de peixes nativos brasileiros. Contudo, freqüentes insucessos na criação de larvas de espécies nativas, têm sido observados nas fases iniciais, contribuindo com a baixa sobrevivência (^{BARCELLOS et al., 2004}).

Nesta fase as larvas de peixes apresentam seu sistema digestório imaturo (^{PORTELLA & DABROWSKI 2008}) e não assimilam adequadamente as rações nos primeiros dias de vida (^{PEDREIRA et al., 2008}; ^{DIEMER et al., 2012)}, sendo portanto, o emprego de alimentos vivos uma prática comum na larvicultura de peixes (^{DIEMER et al., 2012)}.

Larvas de peixes tropicais dulcícolas, nos primeiros dias de alimentação exógena, capturam organismos menores, devido a sua pequena abertura de boca (^{MARQUES et al., 2007}; ^{DIEMER et al., 2012}) e no decorrer do seu desenvolvimento apresentam eficiência de captura e selecionam suas presas (^{GRAEB et al., 2004}; ^{MARQUES et al., 2007}; ^{BRANDÃO–GONÇALVES & SEBASTIEN, 2013}). Essa maior competência é devido a rápidas alterações de características funcionais, anatômicas, fisiológicas e comportamentais conduzindo a uma melhor eficiência alimentar (^{YÚFERA & DARIAS 2005}; ^{PORTELLA & DABROWSKI 2008)}.

Pelo fato de ao longo do desenvolvimento das larvas ocorrerem modificações morfo-fisiológicas e em seu hábito alimentar, este trabalho visa avaliar a utilização de alimento vivo, e sua associação com a ração na primeira alimentação do tambaqui.

MATERIAL E MÉTODOS

As larvas de tambaqui foram obtidas de desova induzida, e fornecidas pelas Centrais Elétricas de Minas Gerais (CEMIG). As larvas de três dias de idade apresentaram comprimento total médio de 6,63 mm e peso médio de 0,82 mg. O comprimento e peso inicial das larvas foram mensurados através do uso de uma ocular micrométrica, em um microscópio estereoscópico (Carl Zeiss Jena Dv4) e balança analítica 0,1 (Scientch AS 210, China), respectivamente. Estas foram mantidas em 15 aquários com capacidade de 10L de água, numa densidade de 10 larvas L^-1 (100 indivíduos tanque^-1), com aeração constante e condições ambientais de fotoperíodo, luminosidade (1272 ± 427 lux) e temperatura do ar (entre 24,5 a 33,0°C), sendo cultivadas em laboratório durante 20 dias.

As larvas de tambaqui foram submetidas a cinco tratamentos alimentares, com três repetições cada, distribuídas aleatoriamente. Os tratamentos foram distribuídos da seguinte maneira: P (100% plâncton, que foi selecionado com peneira de 1000µm); PR (50% plâncton + 50% ração – plâncton foi selecionado com peneira de 1000µm e ração foi dada as larvas a partir do 3° de vida das larvas); PS (100% plâncton selecionado com peneira de 350µm); PSR (50% plâncton selecionado + 50% ração – plâncton foi selecionado com peneira de 350 µm e ração foi dada as larvas a partir do 3° de vida das larvas); R (100% ração a partir do 3° dia de vida das larvas).

O alimento foi oferecido duas vezes ao dia, às 8 e 14h, "ad libitum". Os tratamentos a base de alimentos vivos, ou seja, plâncton (Protozooa, Rotifera, Copepoda, náuplios de Copepoda, Cladocera, Ostracoda, Insecta, ovos de invertebrados e não identificados) foram coletados em tanques adubados, concentrado e posteriormente fracionado em peneiras de 1000mm e 350mm. O tanque fornecedor de alimento vivo foi previamente adubado e posteriormente, os zooplânctons foram peneirados em uma rede conforme tratamento, e concentrado em béquer de 4,0L e triado em peneira de malha com 1.000µm de abertura. Metade desse volume (2,0L) foi transferida para outro frasco e triada em peneira de malha com 350µm de abertura. Em seguida, o zooplâncton foi homogeneizado e distribuído entre os aquários (200mL para cada aquário). Foi ofertado 450 presas por larva. As larvas alimentadas com ração receberam a proporção de 5% da biomassa total do aquário.

Diariamente, às 8h foi medida a temperatura e o oxigênio dissolvido da água por meio de um oxímetro YSI 55 (YSI Inc, USA), o pH, com o pHmetro digital Corning PS 15 e a condutividade elétrica, com o condutivímetro digital Corning PS 17 (Sigma-Aldrich Co, USA). A cada três dias, após a coleta dos dados limnológicos, os tanques foram sifonados para limpeza, sendo renovado 30% do volume de água.

Os valores de sobrevivência (%), peso médio (mg), biomassa (g) e comprimento total (mm) foram tomados ao término do experimento. Para obtenção de dados morfométricos, foram coletadas larvas aleatoriamente nos aquários, e estas foram sensibilizadas em gelo e fixadas em Bouin por 12h e em seguida preservadas em álcool 70%. Para cada repetição, o total de larvas foi pesado em balança Scientch (AS 210, China), precisão 0,1 mg, considerando-se este valor a biomassa que, dividida pelo número de indivíduos, resultou no peso médio da larva. O comprimento total das larvas foi determinado por meio de uma ocular micrométrica, em um microscópio estereoscópico (Carl Zeiss Jena Dv4), medindo-se 50 larvas dos tratamentos plâncton selecionado, plâncton selecionado + ração e plâncton + ração e todas as larvas dos tratamentos plâncton e ração. Ao final do experimento foi contabilizado o total de larvas sobreviventes.

Os resultados das análises tiveram inicialmente suas médias e desvios padrão determinados, para posteriormente serem submetidos aos testes de Lilliefors e Levene, a fim de serem verificadas a normalidade e homocedasticidade. Todos os dados apresentaram normalidade e homogeneidade e posteriormente aplicou-se ANOVA e teste de Tukey (p<0,05). As análises foram realizadas no programa SigmaStat 2.0.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os parâmetros físicos e químicos da água dos tratamentos não apresentaram diferenças estatísticas (P>0,05) (Tabela 1) durante o período experimental e apresentaram valores dentro das condições esperadas para espécies tropicais (^{ARANA 2004}; ^{SILVA & CARNEIRO, 2007)}.

As larvas de tambaqui alimentadas com PR apresentaram melhor (P<0,05) ganho de peso e comprimento, e biomassa, em relação aos demais tratamentos (Tabela 2). As larvas alimentadas com PSR apresentaram maior (P>0,05) sobrevivência.

As larvas alimentadas com R apresentaram menor (P>0,05) sobrevivência que as larvas alimentadas com PSR, menor (P>0,05) peso do que as do tratamento PR e P, menor (P>0,05) biomassa do que as dos tratamentos PR, PS e PSR e menor (P>0,05) comprimento total que as larvas alimentadas com P e PR (P<0,05), apresentado portanto baixo desempenho produtivo.

As larvas de tambaqui alimentadas exclusivamente com ração apresentaram baixos valores de sobrevivência e peso médio, demonstrando que o alimento vivo é um fator primordial nos primeiros dias de vida, como descrito na literatura (^{LUZ & ZANIBONI- FILHO, 2001}; ^{MANDAL et al., 2009}; ^{DAS et al., 2012)}. Resultados semelhantes foram observados com larvas do surubim-do-Iguaçú, Steindachneridion melanodermatum, onde o tratamento alimentar a base de ração proporcionou menores sobrevivências e ganho de peso (^{FEIDEN et al., 2006)}. Também para larvas de mandi–amarelo Pimelodus maculatus (^{WEINGARTNER & ZANIBONI–FILHO, 2004}) e de mandi–pintadoPimelodus britskii (^{DIEMER et al., 2010)} a sobrevivência foi inferior para as larvas alimentadas somente com ração.

Todos os parâmetros do desempenho produtivo dos tratamentos plâncton, plâncton selecionado, plâncton selecionado + ração, não diferiram entre si (P>0,05).

A capacidade das larvas de algumas espécies de peixes em digerir ou não dieta seca, é explicada pelas características morfológicas do trato digestivo e pelas enzimas secretadas ao longo do desenvolvimento (^{MARQUES et al., 2007}; ^{PORTELLA & DABROWSKI, 2008}). As larvas de peixes somente aceitam o alimento exógeno quando estão preparadas fisiologicamente para digerí–lo, e isso ocorre quando existe a atividade de protease ácida, indicando a funcionalidade do estômago (^{VEJA–ORELLANA et al., 2006}). Caso contrário, larvas que não se alimentam exaurem suas reservas e morrem por inanição ou ficam suscetíveis à predação (^{BARAS & JOBLING, 2002)}, o que justifica a baixa sobrevivência e o desenvolvimento inferior em peso e comprimento das larvas de tambaqui alimentadas exclusivamente com ração.

A captura de presas vivas ativam as enzimas digestivas da larva, iniciando o processo de autólise (^{SERRANO JUNIOR, 2012}), talvez pelo fato do alimento vivo obter a presença de enzimas proteolíticas, que auxiliam na digestibilidade em comparação ao uso de dietas artificiais (^{KIM et al., 1996}). Essas enzimas digestivas dos alimentos vivos auxiliam na digestão na fase inicial das larvas (^{DABROWSKI & GLOGOWSKI, 1977}), sendo à alta atividade proteolítica das enzimas planctônicas, responsáveis pela rápida degeneração e assimilação do plâncton pela larva (^{GALVÃO et al., 1997)}. Entretanto, somente a menor parte do total das enzimas ativas são oriundas de organismos ingeridos (^{UEBERSCHÄR, 1995)}, sendo a maior parte destas enzimas sintetizadas pela própria larva como uma reação ao estímulo físico pela ingestão da comida (^{YÚFERA & DARIAS, 2005)}.

Deve-se ainda considerar que uma vantagem do alimento vivo sobre a ração é que este é mais facilmente detectado e capturado pelas larvas, por estimulá-las visualmente e quimicamente (^{TESSER & PORTELLA, 2006}), confirmando a necessidade do alimento vivo na alimentação inicial das larvas de tambaqui.

As larvas de tambaqui alimentadas com PR apresentaram melhor peso e comprimento aos demais tratamentos, o que foi observado para larvas de pacu Piaractus mesopotamicus (BEERLI et al., 2004) e surubim-do-iguaçu (^{FEIDEN et al., 2006}) e mandi-pintado (^{DIEMER et al., 2010}). Alimentar as larvas com alimentos vivos por um curto período de tempo antes da ração pode aumentar a atividade digestiva e aumentara capacidade das larvas de digerir dietas formuladas (^{CARNEIRO et al., 2003}).

O acréscimo de ração ao alimento vivo (plâncton) tem proporcionado melhores desempenhos produtivos como observado para larvas de piracanjuba Brycon orbignyanus (^{PEDREIRA & SIPAÚBA-TAVARES 2002}), jundiá Rhamdia quelen (^{CARNEIRO et al., 2003)}, pirarucuArapaima gigas (^{CAVERO et al., 2003)} e peixe–rei Odonthesthes banariensis (^{PIEDRAS & POUEY 2004)}. Esses melhores resultados são explicados pela decomposição do plâncton facilitar a assimilação da ração nos primeiros dias de alimentação exógena, quando o trato digestivo está em formação (^{SERRANO JUNIOR, 2012)}. Ou seja, a capacidade das larvas em digerir ou não dieta seca, está relacionado com o estágio morfológico do trato digestivo e das enzimas secretadas ao longo do seu desenvolvimento (^{MARQUES et al., 2007}; ^{PORTELLA & DABROWSKI, 2008)}.

Neste experimento, as larvas de tambaqui alimentadas com PR e PSR apresentaram maior peso e comprimento, como observado também para larvas de pacamãLophiosilurus alexandri (^{PEDREIRA et al., 2008}), com tratamentos semelhantes.

Neste estudo a oferta do plâncton selecionado em uma peneira com maior abertura foi favorável às larvas de tambaqui, que tiveram a sua disposição presas de maior porte para serem ingeridas, resultando em maior crescimento. Larvas de pacamã apresentaram maior crescimento em tratamentos alimentares com alimento vivo, e selecionado com peneira de maior diâmetro (1300 µm), e maior número de copépodos (organismos de maior porte), proporcionando um maior crescimento (^{PEDREIRA et al., 2008}).

A utilização de ração, como única fonte de alimento mostrou-se inadequada, sendo necessário o emprego do alimento vivo, que quando suplementado com a ração, proporcionou melhor desempenho produtivo e sobrevivência às larvas de tambaqui.