Modelo de tumor de pulmão em rato com o carcinossarcoma de Walker

Lung tumor model in rats with Walker’s carcinosarcoma

Resumos

OBJETIVO: Desenvolver um modelo de tumor pulmonar em ratos com o carcinossarcoma de Walker e verificar in vivo a presença de tumor por meio de tomografia computadorizada (TC). MÉTODOS: Ratos Wistar fêmeas (n=47) foram anestesiados com pentobarbital, intubados por traqueostomia e submetidos a toracotomia para injeção no parênquima pulmonar de células do tumor de Walker ou do veículo das mesmas. O estudo consistiu de duas etapas: na primeira desenvolveu-se a técnica de implante do tumor e estabeleceu-se o número de células necessário para um bom índice de pega tumoral. Na segunda etapa, determinou-se o volume do tumor em cm³ (Dxd²/2) através de TC e necropsia (6° dia do implante), e analizou-se a sobrevida dos animais. RESULTADOS: O índice de pega do tumor foi 93,3%, sendo 81,8% na primeira etapa e 100% na segunda. A mortalidade cirúrgica foi 17,0%. As medidas dos tumores foram semelhantes (0,099 vs. 0,111 cm³) na tomografia e na necropsia, respectivamente (r=0,993; p<0,0001) e a sobrevida mediana foi 10 dias. CONCLUSÃO: O alto índice de pega e a boa correlação dos dados de tomografia com os de necropsia permitem, por meio deste modelo, o monitoramento tomográfico do crescimento tumoral e, portanto, a avaliação da ação in vivo de drogas anti-tumorais, além da análise de sobrevida sem a necessidade do sacrifício dos animais.

Modelo de tumor de pulmão; Carcinossarcoma de Walker; Tumor experimental


OBJECTIVE: To develop a lung tumor model in rats using Walker’s carcinosarcoma and to verify the presence in vivo of tumors using computerized tomography (CT). METHODS: Female Wistar rats (n=47) were anesthetized with pentobarbital, intubated through tracheostomy and submitted to thoracotomy; subsequently a 50-70 mu L volume containing Walker’s tumor cells, or the suspension of these same cells, was injected into the lung parenchyma. The study consisted of two phases: in the first a tumor implantation technique was developed and the number of cells required to attain a satisfactory tumor development rate was established. In the second phase, the tumor volume in cm³ (Dxd²/2) was determined through CT scan and necropsis, and the survival rates were analyzed. RESULTS: The overall tumor development rate was 93.3%, or rather, 81.1% in the first phase and 100% in the second. The surgical mortality rate was 17.0%. The average tumor volume was similar (0.099 vs. 0.111 cm³) at CT scan and at necropsis, respectively (r=0.993; p<0.0001). The survival average was about 10 days. CONCLUSION: The high tumor development rate observed and the close correlation between the figures obtained through CT scan and necropsis allow for tomographical tumor growth monitoring and thereby for evaluation of the action of anti-tumor drugs in vivo as well as for analysis of survival rates without the need for sacrificing animals.

Lung tumor model; Walker’s carcinosarcoma; Experimental tumor


3 – ARTIGO ORIGINAL

MODELO DE TUMOR DE PULMÃO EM RATO COM O CARCINOSSARCOMA DE WALKER1 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Antero Gomes Neto2 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Breno Bezerra Gomes de Pinho Pessoa3 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Silvana Araújo de Aguiar4 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Bruno Machado Furtado4 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Manoel Odorico Moraes5 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Ronaldo de Albuquerque Ribeiro6 1 . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC). 2 . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC. 3 . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA. 4 . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA. 5 . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC. 6 . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Gomes-Neto A, Pessoa BBGP, Aguiar SA, Furtado BM, Moraes MO, Ribeiro RA. Modelo de tumor de pulmão em rato com o carcinossarcoma de Walker. Acta Cir Bras [serial online] 2002 Jan-Fev;17(1). Disponível em: URL: http://www.scielo.br/acb.

RESUMO: OBJETIVO: Desenvolver um modelo de tumor pulmonar em ratos com o carcinossarcoma de Walker e verificar in vivo a presença de tumor por meio de tomografia computadorizada (TC). MÉTODOS: Ratos Wistar fêmeas (n=47) foram anestesiados com pentobarbital, intubados por traqueostomia e submetidos a toracotomia para injeção no parênquima pulmonar de células do tumor de Walker ou do veículo das mesmas. O estudo consistiu de duas etapas: na primeira desenvolveu-se a técnica de implante do tumor e estabeleceu-se o número de células necessário para um bom índice de pega tumoral. Na segunda etapa, determinou-se o volume do tumor em cm3 (Dxd2/2) através de TC e necropsia (6° dia do implante), e analizou-se a sobrevida dos animais. RESULTADOS: O índice de pega do tumor foi 93,3%, sendo 81,8% na primeira etapa e 100% na segunda. A mortalidade cirúrgica foi 17,0%. As medidas dos tumores foram semelhantes (0,099 vs. 0,111 cm3) na tomografia e na necropsia, respectivamente (r=0,993; p<0,0001) e a sobrevida mediana foi 10 dias. CONCLUSÃO: O alto índice de pega e a boa correlação dos dados de tomografia com os de necropsia permitem, por meio deste modelo, o monitoramento tomográfico do crescimento tumoral e, portanto, a avaliação da ação in vivo de drogas anti-tumorais, além da análise de sobrevida sem a necessidade do sacrifício dos animais.

DESCRITORES: Modelo de tumor de pulmão. Carcinossarcoma de Walker. Tumor experimental.

INTRODUÇÃO

O câncer de pulmão é o tumor maligno mais freqüente na população masculina na maioria dos países do primeiro mundo. Nos Estados Unidos, o câncer de pulmão é responsável por 30% de todas as mortes por câncer, sendo maior que a mortalidade combinada de câncer de mama, próstata, cólon e ovário1. No Brasil o câncer de pulmão é também o mais comum no homem, seguido do câncer de próstata, estômago e outros2. O cigarro é o principal fator de risco para o desenvolvimento do câncer de pulmão, mas 10 a 15% dos casos estão relacionados à exposição a fatores carcinógenos ambientais e ocupacionais. Dentre estes, podemos citar alguns compostos industriais como o alumínio, arsênio, asbestos, clorometileter, derivados do cromo e do níquel, berílio, cádmio, sílica, formaldeido, além da exposição a compostos radioativos e poluição ambiental. O carcinoma epidermóide e o de pequenas células são os dois tipos de câncer que praticamente só ocorrem nos pacientes fumantes, enquanto o adenocarcinoma pode estar relacionado com os outros fatores de risco. O risco de ter câncer de pulmão é duas vezes maior no homem que na mulher, embora a incidência no sexo feminino venha aumentando em proporção maior, em decorrência do aumento do consumo de cigarro pelas mulheres nas últimas décadas. O prognóstico do paciente com câncer de pulmão ainda é ruim e a probabilidade de sobrevida em 5 anos depois do diagnóstico é cerca de 15%, apesar das estratégias de tratamento combinado da cirurgia com a radioterapia e quimioterapia, além do desenvolvimento de novas drogas anti-tumorais. A alta mortalidade do câncer de pulmão deve-se principalmente ao fato de 85% dos casos serem diagnosticados numa fase avançada, quando já ocorreu disseminação sistêmica da doença3. Nesta fase, a possibilidade de cura é remota e os tratamentos disponíveis são basicamente paliativos dos sintomas locais e sistêmicos da doença, influenciando pouco no aumento da sobrevida dos pacientes.

A implementação de novos métodos para o diagnóstico precoce do câncer de pulmão tem sido a regra, uma vez que a ressecção do tumor nos estágios iniciais oferece uma elevada taxa de cura.

Os avanços na busca de novas alternativas terapêuticas para o câncer de pulmão em estágio avançado têm sido lentos, em parte, pela escassez de modelos experimentais de tumor de pulmão que permitam estudar o comportamento biológico e o efeito anti-tumoral de novas drogas com ação citotóxica, imunomoduladora e antiangiogênica.

Na década de 80 foram desenvolvidos modelos de tumor de pulmão em cães4 e ratos5 induzidos por carcinógenos, mas estes modelos, não se prestaram para o estudo rotineiro do câncer de pulmão. Os tumores nestes modelos necessitavam de longo tempo de indução para se desenvolverem, eram geralmente multicêntricos e de tipos histológicos variáveis, o que limitava bastante o teste de drogas anti-tumorais. McLEMORE e colaboradores6, em 1987, descreveram um modelo de tumor de pulmão em camundongos atímicos com linhagens de células do carcinoma broncogênico humano. Neste modelo, as células foram implantadas no pulmão (lobo inferior direito) por cateter passado através de punção da traquéia cervical e introduzido pelo brônquio principal direito até o lobo inferior. Foi mostrada uma taxa de mortalidade de 100% dos animais submetidos ao implante pulmonar de 106 células, enquanto somente 5% dos animais morreram com o implante da mesma quantidade de células no subcutâneo. Estes resultados corroboraram com a teoria de PAGET7 que diz que o desenvolvimento e a progressão do tumor são dependentes da interação tumor-orgão específico, ou seja, o tumor necessita de solo fértil para o seu crescimento. Portanto, se fazem necessários estudos usando outras linhagens tumorais, para avaliar o comportamento biológico e o teste de drogas anti-neoplásicas em modelos experimentais de tumor de pulmão.

WANG e colaboradores8, em 1997, descreveram pela primeira vez, um modelo de tumor de pulmão em ratos Fisher com o sarcoma induzido pelo metilcolantreno. O método utilizado para a implantação das células tumorais no parênquima pulmonar foi a punção direta feita através de toracotomia ou a via endobrônquica com cateter passado por punção traqueal.

Até o presente não há relato na literatura de um modelo de câncer de pulmão usando o tumor 256 de Walker, apesar dele já ter sido inoculado experimentalmente por diferentes vias com índices variáveis de pega9,10,11,12,13. O tumor de Walker é um carcinossarcoma de origem espontânea de glândula mamária de rata9 e tem comportamento biológico agressivo, sendo localmente invasivo e com alto poder de metastatização por via linfática e hematogênica11.

Neste trabalho, desenvolveu-se um modelo de tumor pulmonar em ratos com as células do carcinossarcoma de Walker e usou-se um método de imagem (tomografia de tórax) para o diagnóstico in vivo da presença do tumor, fazendo-se uma correlação com os achados de necropsia e anatomopatológico.

MÉTODOS

I. Animais e células neoplásicas.

Foram utilizados 47 ratos Wistar do biotério central da Universidade Federal do Ceará (UFC). Os animais foram mantidos no laboratório de Oncologia Experimental do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC, abrigados a 24° C em ciclo luz-escuro de 12 horas e com acesso a água e alimento ad libitum. A linhagem do tumor utilizado foi o carcinossarcoma de Walker, mantido em laboratório por inoculações intramusculares sucessivas na coxa direita de ratos Wistar. No 9° ou 10° dia de inoculação das células do tumor de Walker os animais eram sacrificados. O tumor era extraído e, após a exclusão das áreas necróticas, cortado em pequenos pedaços de aproximadamente 0,5mm em uma placa de Petri contendo 5mL de solução de ringer lactato com gentamicina (1:10). Em seguida a preparação era agitada por aproximadamente 10 minutos em um homogeneizador de Potter. A suspensão era a seguir filtrada em uma peneira de metal e mantida em temperatura de 4°C durante todo o experimento. A viabilidade das células tumorais era examinada pelo teste de exclusão com azul de Trypan em todos os experimentos.

O projeto foi previamente aprovado pela comissão de ética de experimentação animal.

II. Técnica do implante tumoral.

Os animais foram anestesiados com pentobarbital 40 mg/Kg por via intraperitoneal (i.p.) e em seguida intubados por via orotraqueal ou submetidos à traqueostomia14 (Fig.1) e passado um cateter intravenoso tipo abocath (16 ou 14G), conectado a um respirador de roedores (ventilador para pequenos animais da UGO BASILE, Itália) e ventilados com ar ambiente, com um volume de 10 mL/Kg e uma freqüência de 75 respirações/minuto. Os animais foram colocados em decúbito lateral direito, o hemitórax esquerdo preparado com polvidine (polivinilpirrolidona) e feita uma toracotomia de 1,5-2 cm de comprimento (Fig. 2).

As costelas foram retraídas com um afastador palpebral (blefarostato), o lobo inferior esquerdo exposto com cotonetes e uma suspensão de células foram injetadas com uma seringa de 0,5 mL e bisel 30G a uma profundidade de 0,5cm diretamente no parênquima do lobo inferior esquerdo, segundo a técnica de WANG8 (Fig. 3).

O volume da suspensão de células variou de 50 a 70 m L, sendo injetadas 2´ 105 ou 5´ 105 células dependendo da etapa experimental, conforme descrição a seguir. A hemostasia foi feita por um bastão com algodão aplicado diretamente sobre o local da injeção. Em seguida, colocou-se um dreno de tórax (Cateter intravenoso 16G) e a cavidade foi fechada, sendo as costelas aproximadas com um ponto de vycril 4-0, os músculos suturados com vycril 4-0 e a pele com mononylon 4-0. Retornou-se a pressão negativa do espaço pleural através da drenagem e sucção com abocath 16G conectado a uma seringa de 10mL. Quando os animais voltaram a respirar espontaneamente, o dreno e o tubo traqueal eram retirados e, após a aspiração das secreções da traquéia e orofaringe, a traquéia era fechada com um ponto simples de prolene 7-0.

III. Modelo experimental.

1a. Etapa: Desenvolver a técnica e estabelecer o número de células do implante tumoral.

Nesta etapa foram utilizados 24 ratos Wistar fêmeas com peso médio de 255± 84g (DP), variando de 138 a 420 gramas. O primeiro experimento (n=5) foi feito com o objetivo de se estabelecer a melhor via de intubação traqueal e desenvolver a técnica cirúrgica de toracotomia para a abordagem e exposição do pulmão (lobo inferior esquerdo), para o implante tumoral. O segundo experimento foi feito para se estabelecer o número de células necessárias para um bom índice de pega tumoral, utilizando-se 19 animais. Os animais foram divididos aleatoriamente em três grupos: Grupo I (Sham, n=6): injeção intraparenquimatosa do veículo (ringer lactato + gentamicina); Grupo II (n=7): injeção de 5´ 105 células e Grupo III (n=6): injeção de 2´ 105 células no parênquima. No 10° dia os animais foram sacrificados e necropsiados, sendo a cavidade torácica aberta por esternotomia mediana (Fig. 4) para a retirada em bloco da traquéia, pulmões e coração.

A seguir passava-se um cateter na traquéia e injetava-se formol isotônico tamponado para fixação dos pulmões. Após 24 horas os pulmões eram seccionados em fatias, colocados em álcool a 70% e encaminhados para estudo histopatológico.

2a. Etapa: Estabelecer a velocidade de crescimento tumoral e sobrevida dos animais

Nesta etapa foram utilizados 23 ratos Wistar fêmeas com peso médio de 203± 22g (DP), variando de 180 a 270g, distribuídos em dois grupos. Nos animais dos dois grupos foi injetada uma suspensão contendo 2´ 105 células do tumor de Walker no parênquima pulmonar pela técnica acima descrita. No final de cada experimento foram inoculadas 106 células nos músculos da coxa direita de dois outros animais para se testar a viabilidade e a tumorigenicidade da suspensão de células usadas, conforme preconizado por SOARES e TERRA12 (1993). Os animais do grupo I (n = 7), no 6o dia do implante foram submetidos à tomografia (TC) de tórax e, 12 horas depois, à necropsia, sendo os pulmões retirados para se verificar o tamanho e a histologia do tumor. As tomografias foram realizadas em aparelho convencional da marca Siemens, somaton AR.TX, usando-se 130 KV, 50 MA, um tempo de corte de 3 segundos (150 MAS) e um FOV médio de 5 centímetros. Usou-se também um filtro de alta resolução, além de cortes com espessura de 2mm e intervalo de 2mm, iniciando-se no extremo ápice do tórax em sentido caudal até o diafragma. Os animais foram anestesiados com hidrato de cloral a 10%, na dose de 0,1mL/30g de peso, por via i.p. e colocados em posição prona (Fig. 5) para serem tomografados.

As imagens foram fotografadas na janela larga (1800/-800), para estudo dos pulmões, e janela estreita (400/40), para o estudo do mediastino. As medidas dos tumores foram feitas em duas dimensões (axiais e perpendiculares) usando-se a janela larga. Na necropsia, os tumores foram medidos manualmente (os dois diâmetros maiores) utilizando-se um paquímetro. As medidas foram inicialmente feitas em milímetros (mm), tanto na TC quanto na necropsia, e depois convertidas em centímetros (cm) para a realização do cálculo do volume dos tumores em cm3 pela fórmula de Steel15 (Dxd2/2), onde D e d são os diâmetros maior e menor, respectivamente.

Os animais do grupo II (n = 16) foram seguidos até sua morte natural, com pesagem diária, para análise da curva de peso e da sobrevida. Após a morte foram submetidos à necropsia e os pulmões retirados para exame histopatológico.

Análise Estatística

Os dados de volume tumoral foram comparados pelo teste de regressão linear simples e as taxas de sobrevida calculadas pelo teste de Kaplan-Meier. Os dados foram analisados pelo pacote estatístico StatView em um computador pessoal, sendo os valores de p < 0,05 considerados significativos.

RESULTADOS

1a. Etapa: Nesta etapa a mortalidade cirúrgica foi de 20,8% (5/24), sendo três óbitos no primeiro experimento e dois no segundo experimento. Os animais que morreram no primeiro experimento haviam sido intubados por via orotraqueal e, em um deles, corfirmou-se na necropsia que a cânula estava no esôfago. Os outros dois animais morreram por hipóxia em decorrência de falha na ventilação atribuída a um defeito no ventilador. Os óbitos do segundo experimento foram por falha na técnica cirúrgica em um animal (houve lesão da porção membranosa da traquéia pela cânula) e no outro por depressão respiratória anestésica (o animal não respirou depois do procedimento cirúrgico). No Grupo I (Sham), houve um óbito no pós-operatório imediato por insuficiência respiratória e na necropsia encontrou-se um grande abscesso ocupando todo o pulmão direito, não tendo sido por isto, incluído nos casos de mortalidade cirúrgica. Os outros 5 animais que foram sacrificados no 10° dia apresentaram os pulmões macro e microscopicamente normais. No grupo II, houve 2 óbitos cirúrgicos e dos 5 animais restantes, 2 morreram no 8° pós-operatório (PO) e os outros 3 foram sacrificados no 10° dia do implante tumoral. Em todos os 5 animais foi confirmada a proliferação maciça do tumor no pulmão pelo exame histopatológico (índice de pega: 100%). Em 2 deles verificou-se também infiltração neoplásica na traquéia. No grupo III, morreram 2 animais (8° e 9° dia) por tumor maciço, verificado na necropsia. Os 4 animais restantes foram sacrificados no 10° dia. Dos 6 animais foi confirmada em 4 (índice de pega: 66,7%) a presença de tumor na necropsia (Fig. 6) e no exame histopatológico (Fig. 7).

Nenhum animal dos três grupos complicou com estenose traqueal pós-traqueostomia.

2a. Etapa: A mortalidade cirúrgica nesta etapa foi de 13% (3/23), sendo 1 óbito no grupo I, por insuficiência respiratória no pós-operatório imediato (POI), e 2 óbitos no grupo II, tendo sido 1 por perfuração da porção membranosa da traquéia no momento da passagem da cânula traqueal e o outro por depressão respiratória após a cirurgia, em decorrência de provável ação anestésica.

Foi também excluído 1 rato do grupo II que morreu no 9° PO e que, quando foi visto já se encontrava em estado de putrefação, não tendo sido necropsiado. Restaram, portanto, 19 animais, sendo 6 pertencentes ao grupo I e 13 ao grupo II. Nos animais do grupo I, submetidos à TC de tórax e à necropsia no 6° dia (ver exemplos: Fig. 8 e Fig. 9), foi visto tumor no pulmão de todos eles pelos dois métodos realizados, sendo confirmado pela histopatologia.

A média do volume tumoral em cm3 foi também semelhante (Tabela 1), com correlação positiva (r = 0,993 p < 0,0001) entre as medidas do tumor feita pelos dois métodos (Fig.10). Os animais do grupo II apresentaram perda de peso progressiva, a partir do dia do implante tumoral e morreram todos por insuficiência respiratória, em decorrência da proliferação maciça do tumor em todo o pulmão.

A sobrevida média foi de 10,1 dias e a mediana de 10 dias. A presença de tumor no pulmão foi confirmada pelo exame histopatológico em todos os animais (19/19), obtendo-se, portanto, um índice de pega de 100% nos dois grupos.

Houve invasão de parede torácica em 10,5% dos animais (2/19), sendo um animal do grupo I, e o outro do grupo II. As invasões de parede foram vistas na TC e confirmadas na necropsia e pelo estudo histopatológico. Houve também metástase para a região cervical em 1 dos animais do grupo II.

Nos 47 animais das duas etapas submetidos à toracotomia (injeção do veículo, n=11 e implante de células do tumor de Walker, n=36), a mortalidade cirúrgica foi de 17,0% (8/47), sendo 27,3% (3/11) no grupo do veículo e 13,9% (5/36) no outro grupo. O índice geral de pega do tumor foi de 93,3% (28/30), sendo 81,8% na 1a etapa e 100% na 2a etapa. Em todos os animais em que se inoculou uma suspensão de células nos músculos da coxa, constatou-se o desenvolvimento macroscópico e microscópico de tumor no 8° dia do implante, confirmando-se a viabilidade das células implantadas no pulmão.

DISCUSSÃO

McLEMORE e colaboradores6 e WANG e colaboradores8 descreveram modelos de tumor localizado de pulmão, os primeiros, em camundongos atímicos e os segundos, em ratos Fisher, utilizando a via endobrônquica para implante das células tumorais. Estes autores implantaram as células no pulmão (lobo inferior direito) por cateter passado através de punção da traquéia cervical, introduzindo-o pelo brônquio principal direito até o lobo inferior. WANG e colaboradores8 fizeram também a implantação de células tumorais por punção direta do parênquima pulmonar através de toracotomia, tendo ocorrido maior índice de pega nesta via que na via traqueal (100% vs. 95%).

No modelo do presente trabalho optou-se pela toracotomia para inoculação de células diretamente no parênquima pulmonar e pela traqueostomia para ventilação dos animais. O implante do tumor por toracotomia foi de fácil realização e as traqueostomias foram também feitas sem dificuldades técnicas, não tendo ocorrido complicações no pós-operatório imediato ou tardio, exceto as complicações e óbitos ocorridos no transoperatório relacionados às técnicas utilizadas. O tumor desenvolveu-se no lobo inferior esquerdo em todos os casos da 2a etapa dos experimentos e houve somente duas invasões da parede torácica (1 animal do grupo I e outro do grupo II), por provável extravasamento das células tumorais para a cavidade torácica no momento do implante.

A importância de se criar um modelo experimental de tumor de pulmão se deveu inicialmente ao fato de se poder estudar o comportamento biológico do tumor, uma vez que, para uma mesma linhagem tumoral, o comportamento biológico não é o mesmo, quando ele é implantado em diferentes órgãos6,16, de acordo com o conceito de PAGET7. No modelo de tumor de pulmão descrito por McLEMORE e colaboradores6 foi necessário o implante de uma quantidade menor de células (106) no pulmão que no subcutâneo (107) para ocorrer um bom desenvolvimento tumoral.

No modelo estudado, foi necessária a inoculação de uma menor quantidade de células do tumor de Walker (2x105), que no modelo de tumor gástrico13 (106), utilizando-se a mesma linhagem tumoral, para se obter índices semelhantes de pega. É importante destacar também que o volume da suspensão do tumor a ser injetado no pulmão deve ser pequeno (< 100 m L) porque os animais não toleram a injeção de grandes volumes no parênquima pulmonar8. Nesse modelo foi injetado no pulmão cerca de 50 a 70 m L da suspensão do tumor, enquanto em outros modelos6,12,13 a média de injeção foi de 1 mL.

O crescimento do tumor de Walker no pulmão foi muito rápido e no 6° dia do implante já havia um nódulo no pulmão, diagnosticado por TC e confirmado por necropsia e histopatologia. WANG e colaboradores8, usando uma técnica de implante semelhante, mas com outra linhagem tumoral, confirmou a presença de nódulo pulmonar nos animais sacrificados no 7° dia do Implante. Em outros modelos, utilizando o tumor de Walker e ratos Wistar, IWAMA DE MATOS e colaboradores11, observaram uma tumoração na coxa dos animais no 7° dia do implante intramuscular e OLIVEIRA e colaboradores13 mostraram a presença de tumor no estômago no 10° dia do implante. SOARES & TERRA12 com a inoculação traqueal de 2,5x106 células do tumor de Walker em ratos Wistar produziu uma linfangite carcinomatosa em 40% dos animais sacrificados após o 21° dia, mas em nenhum dos animais sacrificados até o 14° dia do implante. No seu modelo, não houve desenvolvimento de nódulo tumoral nos pulmões. Eles supõem que o pequeno número de células injetadas ou a integridade do epitélio traqueal tenha impedido ou retardado o surgimento da linfangite carcinomatosa e das metástases linfonodais no modelo usado. Neste mister, CHALMER e colaboradores17, haviam demonstrado que o dano epitelial da traquéia de camundongos cronicamente expostos a fumaça de cigarro, facilitaria a disseminação e o desenvolvimento de tumor inoculado através da traquéia. Entretanto, neste e em outros modelos de tumor de pulmão induzidos pela exposição à agentes carcinógenos4,5, os tumores desenvolveram-se de forma errática e geralmente eram difusos ou multicêntricos.

O índice de pega na 2a etapa dos nossos experimentos com a implantação de 2x105 células do tumor foi de 100%, igual ao índice obtido por WANG e colaboradores8 com a implantação de 1,5 x 106 células feita também por toracotomia, embora usando outra linhagem tumoral. A sobrevida média no nosso modelo foi de 10,08 dias e no modelo de OLIVEIRA e colaboradores13 foi de 13,2 dias, usando o mesmo tipo de tumor, porém em órgão diferente. O diferente número de células necessárias para o desenvolvimento do tumor no pulmão em modelos similares, se deve ao uso de linhagens tumorais, com características biológicas distintas. A variação do tempo de sobrevida dos ratos inoculados com o mesmo tipo de tumor, porém em órgãos diferentes, poderia ser explicada tanto pela teoria de PAGET7, como pelo fato do pulmão ser um órgão vital, onde o crescimento maciço do tumor provocaria insuficiência respiratória e morte dos animais, antes que se instalasse as manifestações da disseminação sistêmica da doença.

A boa correlação dos dados de tomografia com os de necropsia observada no modelo estudado (r = 0,993), oferece a possibilidade do uso de um procedimento não invasivo (TC), para um monitoramento periódico acurado do crescimento tumoral e, conseqüentemente, para a avaliação da resposta terapêutica de novas drogas anti-neoplásicas. Na literatura há poucos relatos do uso de TC em modelos experimentais18, embora a radiografia já tenha sido usada em modelo de tumor de pulmão e em outros modelos6,13,19, porém com objetivos demonstrativos e não de mensuração da lesão.

O modelo de tumor de pulmão descrito neste trabalho oferece também a possibilidade de testes in vivo de novas drogas com ação anti-tumoral, além de permitir o estudo da farmacocinética, farmacodinâmica e da biologia tumoral que, certamente, no pulmão é diferente dos outros órgãos.

CONCLUSÃO

O trabalho mostrou a eficiência da técnica de implantação direta do tumor de Walker no pulmão comprovado através do estudo tomográfico. As vantagens da implantação direta incluem o pequeno intervalo de tempo necessário para o desenvolvimento tumoral e a possibilidade da reprodução do modelo com altos índices de pega.

REFERÊNCIAS

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ABSTRACT: OBJECTIVE: To develop a lung tumor model in rats using Walker’s carcinosarcoma and to verify the presence in vivo of tumors using computerized tomography (CT). METHODS: Female Wistar rats (n=47) were anesthetized with pentobarbital, intubated through tracheostomy and submitted to thoracotomy; subsequently a 50-70 m L volume containing Walker’s tumor cells, or the suspension of these same cells, was injected into the lung parenchyma. The study consisted of two phases: in the first a tumor implantation technique was developed and the number of cells required to attain a satisfactory tumor development rate was established. In the second phase, the tumor volume in cm3 (Dxd2/2) was determined through CT scan and necropsis, and the survival rates were analyzed. RESULTS: The overall tumor development rate was 93.3%, or rather, 81.1% in the first phase and 100% in the second. The surgical mortality rate was 17.0%. The average tumor volume was similar (0.099 vs. 0.111 cm3) at CT scan and at necropsis, respectively (r=0.993; p<0.0001). The survival average was about 10 days. CONCLUSION: The high tumor development rate observed and the close correlation between the figures obtained through CT scan and necropsis allow for tomographical tumor growth monitoring and thereby for evaluation of the action of anti-tumor drugs in vivo as well as for analysis of survival rates without the need for sacrificing animals.

KEY WORDS: Lung tumor model. Walker’s carcinosarcoma. Experimental tumor.

Conflito de interesses: nenhum

Fontes de financiamento: CNPq

Endereço para correspondência:

Antero Gomes Neto

Rua Cel. Nunes de Melo, 1127.

Fortaleza – CE

60430-270.

Tel: (85) 288-8349 – Fax: (85) 261-1578.

e-mail: gomes@secrel.com.br

Data do recebimento: 05/07/2001

Data da revisão: 29/08/2001

Data da aprovação: 27/09/2001

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  • 1
    . Trabalho realizado no Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) e Laboratório de Farmacologia da Inflamação e do Câncer (LAFICA) do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará (UFC).
    2
    . Cirurgião Torácico, Mestrando do Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC.
    3
    . Aluno do Curso de Medicina da UFC e Bolsista de iniciação científica do CNPq no LAFICA.
    4
    . Alunos do Curso de Medicina da UFC e estagiários do LOE e LAFICA.
    5
    . Ph.D. em Oncologia Experimental, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.
    6
    . Doutor em Farmacologia, Oncologista Clínico, Professor de Farmacologia e Oncologia da Faculdade de Medicina da UFC.

Datas de Publicação

  • Publicação nesta coleção
    03 Set 2003
  • Data do Fascículo
    Fev 2002

Histórico

  • Recebido
    05 Jul 2001
  • Revisado
    29 Ago 2001
  • Aceito
    27 Set 2001
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