Atividade da Metilxantina em pó aplicada na cama de frango sobre adultos de Alphitobius diaperinus (Panzer, 1797) (Coleoptera: Tenebrionidae)

Resumo

Uma das pragas que mais afetam e comprometem a produção avícola no mundo é o inseto Alphitobius diaperinus, conhecido como cascudinho. Este inseto é vetor de doenças que comprometem não só a produção de frangos como também a saúde humana. Objetivou-se com esse trabalho avaliar a eficácia e determinar a dose adequada de Metilxantina (MTX), inseticida natural extraído da cafeína, para o controle da população adulta de cascudinhos em cama de frango. Foram utilizados 2.500 cascudinhos adultos distribuídos em delineamento inteiramente casualizado, cinco tratamentos, 10 repetições com 50 insetos por repetição. Os tratamentos consistiram de grupo controle e quatro concentrações 14 g/m², 16 g/m², 18 g/m², 20 g/m² de MTX espalhadas em recipientes plásticos contendo cama de frango reutilizada e ração, alocados em um galpão de frangos de corte a fm de simular a condição de granja. Período experimental foi de 18 dias e realizadas cinco leituras nos dias dois, quatro, seis, 10 e 18. A MTX afetou (P<0,05) a taxa de mortalidade acumulada de cascudinhos, grupos de insetos alojados em caixas tratadas com 16 g/m² de MTX apresentaram maior mortalidade acumulada (86,6%) ao final do período experimental. Conclui-se que MTX tem ação inseticida sobre adultos de cascudinho, podendo ser utilizada sobre a cama de frango para o controle da população deste inseto em galpões de criação de frangos, a concentração 16 g/MTX/m² demonstrou maior efetividade.

Palavras-chave: Metilxantina; inseticida; cama de frango; cascudinho

Abstract

One of the pests that most affect and compromise poultry production worldwide is the insect Alphitobius diaperinus, known as the lesser mealworm. This insect is a vector of diseases that compromise not only chicken production but also human health. This study proposes to examine the efficacy and determine the appropriate rate of methylxanthine (MTX), a natural insecticide extracted from cafeine, for the control of an adult population of lesser mealworms in poultry litter. A total of 2,500 adult mealworms were distributed into five treatments in a completely randomized design using 10 replications with 50 insects per replication. The treatments consisted of a control group and four concentrations of MTX (14, 16, 18, and 20 g/m²) spread in plastic boxes containing reused poultry litter and feed, allocated in a broiler shed, to simulate the farm condition. The experimental period was 18 days, and five readings were performed on days 2, 4, 6, 10, and 18. Methylxanthine affected (P<0.05) the mealworms’ cumulative mortality rate, with the groups of insects housed in boxes treated with 16 g /m² MTX showing the highest cumulative mortality (86.6%) at the end of the experimental period. In conclusion, MTX has insecticidal action on adults of lesser mealworm and can be used on chicken litter to control the population of this insect in poultry sheds. The MTX concentration of 16 g/m² showed the greatest effectiveness.

Keywords: chicken bed; insecticide; lesser mealworm; methylxanthine

Introdução

Alphitobius diaperinus é um dos insetos mais abundantes nas instalações de produção de frango e que se destaca na avicultura por ter status de praga, por ser reservatório e vetor de patógenos e de difícil controle. Reproduzem-se na cama utilizada nas granjas de produção de frango, alimentam-se de dejetos de aves, desperdícios de ração, ovos quebrados, aves mortas e outros materiais orgânicos (¹,²,³). As maiores perdas econômicas em estabelecimentos de produção avícola são em razão: i) das aves preferirem consumir este inseto ao invés de ração com consequente redução do ganho de peso (⁴,⁵); ii) dos danos às estruturas das instalações, pois larvas de cascudinhos costumam cavar túneis nas paredes, em materiais de isolamento e no piso do galpão em busca de locais para se transformarem em pupa e fugir dos inimigos presentes na cama(², ⁶, ⁷, ⁸, ⁹, ¹⁰, ¹¹, ¹², ¹³, ¹⁴).

Há ainda o comprometimento da saúde das aves decorre do fato do A. diaperinus atuarem como vias de transmissão de agentes etiológicos de doenças tais como: i) Salmonelas (¹⁵, ¹⁶, ¹⁷), Campylobacter sp(¹⁸), Escherichia coli(¹⁹, ²⁰, ²¹); ii) fungos(²⁰); iii) vírus da doença de Marek(²²), doença de Newcastle e bouba(²³), enterites(²⁴) e doença de Gumboro(²⁵, ²⁶); iv) tênia das galinhas(²⁷) e Ascaridia galli(²⁷). Produtos químicos mais utilizados são, principalmente, os piretróides (Bifentrina, deltametrina, fenitrotiona, pirimifósmetílico) que apresentam alta toxicidade em aves e seu acúmulo no tecido muscular torna a carne desses frangos não recomendada para consumo humano (¹,²⁸). É crescente o número de relatos de populações de cascudinhos resistentes a estes compostos (²⁹, ³⁰, ³¹), inclusive no Brasil (³², ³³).

Controle químico de cascudinhos pela aplicação de inseticidas piretróides e organofosforados, é comumente utilizada como medida preventiva (³⁴) e durante o vazio sanitário, é mais efficiente, a curto prazo, para os produtores. Porém estudos já demonstram que esse tipo de controle químico com uso de piretróides em camas durante o vazio sanitário já não apresentam resultados eficazes em razão do retorno da presença dessa praga durante o alojamento(³⁵). Assim, a utilização de produtos naturais é outro método que tem se destacado no controle de diversos microrganismos patogênicos e pragas. Esses produtos podem ser uma alternativa efficiente e viável para o controle do cascudinho, em vista que este método não depende da ausência das aves nos aviários. Alguns óleos essenciais já foram testados e tiveram seu efeito inseticida comprovado, como os óleos de Melaleuca alternifolia(¹,³⁶).

A cafeína (1,3,7 trimetilxantina) é um alcalóide lipossolúvel, integrante da classe dos compostos denominados metilxantinas(³⁷) que atua no sistema nervoso central humano e é também conhecida pelas suas propriedades antioxidantes(³⁸) e, juntamente com a teoflina, são encontradas em frutos silvestres, sementes e folhas de inúmeras espécies de plantas incluindo chá, café, cacau e nozes(³⁹). Estudos tem mostrado que a cafeína causa efeitos tóxicos nas larvas de Aedes aegypti, interferindo no desenvolvimento e, consequentemente não atingem a fase adulta (⁴⁰, ⁴¹) com consequente diminuição da taxa de oviposição (⁴²). Objetivou-se avaliar a eficácia e determinar a concentração eficaz de Metilxantina extraído da cafeína, contra adultos de cascudinhos (Alphitobius diaperinus) em cama de frango.

Material e métodos

O experimento foi conduzido no Aviário Experimental do Setor de Avicultura do Departamento de Zootecnia da Escola de Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Goiás, Goiânia, Goiás, Brasil. Foram utilizados 2.500 cascudinhos (Alphitobius diaperinus) adultos capturados em diversas granjas de frangos de corte da região de Itaberaí, Goiás. O delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado, com cinco tratamentos, 10 repetições com 50 insetos por unidade experimental. Os tratamentos consistiram de quatro concentrações 14 g/m², 16 g/m², 18 g/m², 20 g/m² de Metilxantina (MTX) espalhadas em recipientes plásticos (41 x 27 x 12,5 cm) contendo 10 cm de altura de cama de frango reutilizada com uma porção de ração de frango, e um grupo controle sem uso de qualquer produto.

Após a colocação dos cascudinhos e a MTX, as caixas foram vedadas com tecido de fló, para impedir a saída e entrada de insetos, e posteriormente foram alocadas em um galpão de frangos de corte a fm de simular a condição de granja. A duração do experimento foi de 18 dias e realizadas cinco leituras nos dias dois, quatro, seis, 10 e 18. A cada período transcorrido, as removiam-se as vedações para realização da contagem dos insetos mortos e vivos com auxílio de pinça cirúrgica e registro em fichas de coleta de dados, em seguida as caixas eram novamente vedadas, esse processo foi repetido até o final do período experimental. Os dados foram avaliados por análise de variância (ANOVA) e teste de Tukey utilizando-se pacote computacional R. Adotou-se α=0,05.

Resultados

A concentração de Metilxantina (MTX) afetou (P<0,05) a taxa de mortalidade acumulada de cascudinhos, grupos de insetos alojados em caixas tratadas com 16 g/m² de MTX apresentaram maior mortalidade acumulada (86,6%) ao final do período experimental (Tabela 01).

Tabela 1
Índice de mortalidade acumulada de cascudinhos (Alphitobius diaperinus) em cama de frango tratada com Metilxantina (MTX)

Dia da observação	Tratamentos
	12 g/MTX/m2		14 g/MTX/m2		16 g/MTX/m2		18 g/MTX/m2		Controle
	Vivo	Morto	Vivo	Morto	Vivo	Morto	Vivo	Morto	Vivo	Morto
2°	354	146	352	148	198	302	322	178	497	3
4°	287	67	285	67	138	60	270	52	495	2
6°	269	18	255	30	117	21	241	29	493	2
10°	233	36	219	36	103	14	208	33	491	2
18°	183	50	167	52	67	36	158	50	486	5
Mortalidade acumulada (%)	63,4 b		66,6 b		86,6 a		68,4 b		2,8 c
Valor de P	<0,0001
EPM1	4,288

• Médias seguidas de letras distintas diferem entre si pelo teste de Tukey (P<0,05); ¹Erro padrão da média.

Discussão

Foi observado que o efeito primário da metilxantina (MTX) no cascudinho se dá pela inibição da atividade da fosfodiesterase e aumento intracelular da adenosina monofosfato cíclico (AMP cíclico). A baixas concentrações são potentes sinergéticos de outros inseticidas conhecidos por ativarem o adenilato ciclase dos insetos. Estes dados sugerem o emprego da MTX no controle de artrópodes como inseticida natural por inibir a fosfodiesterase isoladamente com envolvimento do AMP ciclase ou em combinação com outros compostos (⁴³). Nathanson(⁴³) demonstrou atividade pesticida e pestistático da MTX em larvas da mosca do tabaco (Manduca sexta) tendo observado letalidade em 24 horas. Pólo (⁴⁴) demonstrou que a MTX altera o padrão de síntese das esterases, importante em vários processos fsiológicos estando, inclusive, envolvidas no bloqueio da metamorfose dos insetos. Esterases estão envolvidas em vários processos fsiológicos, incluindo a atividade neuronal(⁴⁵), metabolismo do hormônio juvenil de insetos (⁴⁶) e a resistência aos inseticidas (⁴⁷).

Na atividade neuronal, a acetilcolina é liberada na fenda sináptica, ligando-se a receptores transmembrana e gerando a transmissão de sinal, e posteriormente, a acetilcolinesterase hidrolisa a acetilcolina cessando o estímulo(⁴⁸). Nishi et al. (⁴⁹) confrmam que a cafeína inibe o padrão de expressão gênica das esterases. A esterase do hormônio juvenil (JHE) controla a concentração do hormônio juvenil (JH) e, portanto, a cafeina altera o padrão de expressão gênica das esterases. O JH é uma classe de sesquiterpenóides produzidos na Corpora Allata do inseto e distribuído por toda hemolinfa estando diretamente envolvidos em várias atividades metabólicas dos insetos como metamorfose e ovogênese e que durante a metamorfose modula a atividade da ecdisteroide (20E) evitando que ocorra a muda durante o estádio larval (⁵⁰).

Dentre os diferentes extratos de plantas com efeito inseticida demonstrados em estudos laboratoriais, a cafeína tem sido a que atua na intoxicação das larvas interrompendo seu desenvolvimento e levando-as à morte (⁴⁰, ⁴², ⁵¹). A cafeína revelou-se potencialmente eficaz no controle do coleóptero adulto de Tribolium castaneum por meio de efeito repelente, fumigante e por contato, sendo que sua ação estaria ligada à inibição de certas enzimas como carboxilesterase(⁵²). Em insetos adultos, a cafeína causa imobilidade motora pelo aumento da atividade do receptor da dopamina, antagonista de receptores da adenosina, inibindo sua ação (⁴⁹, ⁵³, ⁵⁴). Cafeína atua de forma dose dependente, sendo a concentração de 1 mg/mL de água letal para as larvas (⁴⁰).

Produtos ftoterápicos são reconhecidos como inseticidas naturais, como a emulsão à base de extrato de chá que pode ser utilizada como inseticida para o controle do pulgão verde do pêssego (⁵⁸). Algumas formulações de inseticidas à base de ervas medicinais foram eficazes no combate a diversas pragas: Rosmarina-pimenta (⁵⁹), Nim (Azadirachta indica) (⁶⁰, ⁶¹), alho (⁶²) e diversas espécies de eucalipto (⁶³), onde os principais efeitos deletérios destas substâncias no combate a insetos estão relacionados a metilxantina.

Em estudo semelhante a este, Ananenka(⁶⁴) testou a eficácia de um inseticida natural composto de cafeína em grilos domésticos comuns (Acheta domesticus) onde concluiu que a cafeína resulta em aumento da atividade neuronal e consequentemente morte do inseto devido a despolarização de neurônios da membrana cerebral, sendo uma opção para controle desta espécie. Na presente pesquisa a concentração MTX 16 g/m² teve resultados positivos para a taxa de mortalidade acumulada no período total de observação, sendo 80% maior do que o tratamento controle e garantindo aumento consecutivo da mortalidade do 2° ao 18° dia de observação.

O controle do Alphitobius diaperinus é imprescindível devido aos vários efeitos deletérios na produtividade destes animais, pois esta espécie pode causar feridas superficiais e afetar negativamente o crescimento das aves. Além disso, a ingestão de grandes quantidades de A. diaperinus, gera efeitos negativos na qualidade nutricional das dietas visto que adultos e larvas podem causar obstrução intestinal em frangos de corte devido à falta de quitinase para a digestão da quitina amplamente encontrada no exoesqueleto do besouro, causando enterite necrótica e reduzindo a absorção de nutrientes, levando a perdas econômicas consideráveis para os frangos(⁶⁵, ⁶⁶).

Vários estudos demonstram que o uso de cipermetrina, diclorvos e trifumuron são efficientes no controle de ectoparasitas nas produções de aves no Brasil(⁶⁷,⁶⁸). Porém, já é relatado a resistência de populações de pragas a esses compostos em vários países(⁶⁹,⁷⁰). Destarte, o uso de extratos de plantas como a citronela, cafeína, entre outros que possuem ação inseticida sobre o sistema nervoso central dos insetos são incentivados. Esses compostos comprovadamente prejudicam o desenvolvimento dos insetos e possuem atividade repelente e larvicida(⁷¹,⁷²), sendo efficientes formas de controle dos prejuízos causados pelo Alphitobius diaperinus em produções avícolas.

Conclusão

A Metilxantina (MTX), extraída da cafeína, tem ação inseticida sobre adultos de cascudinho (Alphitobius diaperinus) e pode ser utilizada sobre a cama de frango para o controle da população deste inseto em galpões de criação de frangos sendo que a concentração de 16 g/MTX/m² demonstrou maior efetividade.

Referências bibliográficas

• ¹ Volpato A, Galli GM, Campigotto G, Glombowsky P, Santos RCV, Silva AS, Vaucher RA. Avaliação in vitro dos efeitos inseticida e larvicida de oito óleos essenciais sobre o cascudinho aviário (Alphitobius diaperinus). Arch. Vet. Sci. 2018; 23(2):84-90. Available from: http://dx.doi.org/10.5380/avs.v23i2.46127
  » http://dx.doi.org/10.5380/avs.v23i2.46127
• ² Axtell RC, Arends JJ. Ecology and management of arthropod pests of poultry. Annu. Rev. Entomol. 1990; 35(1990):101-126. Available from: https://doi.org/10.1146/annure-v.en.35.010190.000533
  » https://doi.org/10.1146/annure-v.en.35.010190.000533
• ³ Rueda LM, Axtell RC. Arthropods in litter of poultry (broiler chicken and turkey) houses. J. Agri. Entomol. 1997; 14(1):81-91. Available from: http://www.lib.ncsu.edu/resolver/1840.2/2110
  » http://www.lib.ncsu.edu/resolver/1840.2/2110
• ⁴ Santos JC, Alves LFA, Opazo MAU, Mertz NR, Marcomini AM, Oliveira DGP, Bonini AK. Eficiência da aplicação de inseticida químico no solo para o controle de Alphitobius diaperinus Panzer (Coleoptera: Tenebrionidae) em aviário de frango de corte. Arq. Inst. Biol. 2009; 76(3):417-425. Available from: http://dx.doi.org/10.1590/1808-1657v76p4172009
  » http://dx.doi.org/10.1590/1808-1657v76p4172009
• ⁵ Wojciehovski P, Pedrassani D, Fedalto LM. Terra de diatomáceas para controle do Alphitobius diaperinus em granjas de frango de corte. Saúde Meio Ambient. 2015; 4(1):66-78. Available from: https://doi.org/10.24302/sma.v4i1.695
  » https://doi.org/10.24302/sma.v4i1.695
• ⁶ Somerfeld KG. Recent aspects of stored product entomology in New Zealand. New Zealand J. Agric. Res. 1981; 24(0):403-408. Available from: http://hbs.bishopmuseum.org/fiji/pdf/somerfield1981.pdf
  » http://hbs.bishopmuseum.org/fiji/pdf/somerfield1981.pdf
• ⁷ Vaughan JA, Turner EC. Studies on the infestation into polystyrene insulation by the lesser mealworm (Alphitobius diaperinus Panz.), a common inhabitant of deep-pit caged layer houses. Va. J.Sci. 1982;33(3):91-91.
• ⁸ Despins JL. Investigations of the destructive behavior, and methods for control of the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae). Ph.D. Tesisn, Blacksburg, Virgínia, 1987.
• ⁹ Despins JL, Turner EC, Ruszler PR. Efects of poultry manure moisture and poultry house construction materials on movements of the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae), a structural insect pest in high-rise layer houses. Poult. Sci. 1989; 68(10): 1326-1331. Available from: https://doi.org/10.3382/ps.0681326
  » https://doi.org/10.3382/ps.0681326
• ¹⁰ Despins JL, Turner EC, Pfeifer DG. Evaluation of methods to protect poultry house insulation from infestation by lesser mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Agric. Entomol. 1991; 8(3):209-217. Available from: http://hdl.handle.net/10919/73829
  » http://hdl.handle.net/10919/73829
• ¹¹ O’Connor JP. Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae) damaging polystyrene insulation on an Irish piggery. Entomol. Monthly Magaz. 1987; 123(0): 1472-1475.
• ¹² Geden CJ, Axtell RC. Factors affecting climbing and tunneling behavior of the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Econom. Entomol. 1987; 80(6): 1197-1204. Available from: https://doi.org/10.1093/jee/80.6.1197
  » https://doi.org/10.1093/jee/80.6.1197
• ¹³ Axtell RC. Biology and economic importance of the darkling beetle in poultry houses. Proceedings of the North Carolina State University Poultry Supervisors’ Short Course. 1994; 8-17. Available from: http://www.lib.ncsu.edu/resolver/1840.2/2108
  » http://www.lib.ncsu.edu/resolver/1840.2/2108
• ¹⁴ Salin C, Delettre YR, Cannavaccioulo M, Vernon P. Spatial distribution of Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleopetera: Tenebrionidae) in the soil of a poultry house along a breeding cycle. Eur. J. Soil. Biol. 2000; 36(2): 107-115. Available from: https://doi.org/10.1016/S1164-5563(00)01054-2
  » https://doi.org/10.1016/S1164-5563(00)01054-2
• ¹⁵ McAllister JC, Steelman CD, Skeeles JK. Reservoir competence of the lesser mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae) for Salmonella typhimurium (Eubacteriales: Enterobacteriaceae). J. Med. Entomol. 1994; 31(3):369-372. Available from: https://doi.org/10.1093/jmedent/31.3.369
  » https://doi.org/10.1093/jmedent/31.3.369
• ¹⁶ Crippen TL, Zheng L, Sheffield CL, Tomberlin JK, Beier RC, Yu Z. Transient gut retention and persistence of Salmonella through metamorphosis in the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Appl. Mcrobiol. 2012; 112(5):920-926. Available from: https://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2672.2012.05265.x
  » https://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2672.2012.05265.x
• ¹⁷ Roche AJ, Cox NA, Richardson LJ, Buhr RJ, Cason JA, Fairchild BD, Hinkle NC. Transmission of Salmonella to broilers by contaminated larval and adult lesser mealworms, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). Poult. Sci. 2009; 88(1):44-48. Available from: https://doi.org/10.3382/ps.2008-00235
  » https://doi.org/10.3382/ps.2008-00235
• ¹⁸ Strother KO, Steelman CD, Gbur EE. Reservoir competence of lesser mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae) for Campylobacter jejuni (Campylobacterales: Campylobacteraceae). J. Med. Entomol. 2005; 42(1):42-47. Available from: https://doi.org/10.1093/jmedent/42.1.42
  » https://doi.org/10.1093/jmedent/42.1.42
• ¹⁹ De Las Casas E, Pomeroy BS, Harein PK. Infection and quantitative recovery of Salmonella typhimurium and Escherichia coli from within the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Panzer). Poult. Sci. 1968; 47(6):1871-1875. Available from: https://doi.org/10.3382/ps.0471871
  » https://doi.org/10.3382/ps.0471871
• ²⁰ De Las Casas E, Harein PK, Pomeroy BS. Bacteria and fungi within the lesser mealworm collected from poultry brooder houses. Environ. Entomol. 1972; 1(1):27-30. Available from: https://doi.org/10.1093/ee/1.1.27
  » https://doi.org/10.1093/ee/1.1.27
• ²¹ McAllister JC, Steelman CD, Skeeles JK, Newberry LA, Gbur EE. Reservoir competence of the Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) for Escherichia coli (Eubacteriales: Enterobacteriaceae). J. Med. Entomol. 1996; 33(6):983-987. Available from: https://doi.org/10.1093/jmedent/33.6.983
  » https://doi.org/10.1093/jmedent/33.6.983
• ²² Eidson CS, Schmittle SC, Goode RB, Lal JB. The role of the darkling beetle (Alphitobius diaperinus) in the transmission of acute leukosis in chickens. Poult. Sci. 1965; 44(5):1366-1367. Available from: https://doi.org/10.3382/ps.0441347
  » https://doi.org/10.3382/ps.0441347
• ²³ De Las Casas E, Harein PK, Deshmukh DR, Pomeroy BS. Relationship between the lesser mealworm, fowl pox and New-castle disease virus in poultry. J. Econ. Entomol. 1976; 69(6):775-779. Available from: https://doi.org/10.1093/jee/69.6.775
  » https://doi.org/10.1093/jee/69.6.775
• ²⁴ Despins JL, Axtell RC, Rives DV, Guy JS, Ficken MD. Transmission of enteric pathogens of turkeys by darkling beetle larva (Alphitobius diaperinus). J. Appl. Poult. Res. 1994; 3(1):61-65. Available from: https://doi.org/10.1093/japr/3.1.61
  » https://doi.org/10.1093/japr/3.1.61
• ²⁵ Watson DW, Guy JS, Stringham SM. Limited transmission of turkey coronavirus in young turkeys by adult Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Med. Entomol. 2000; 37(3):480-483. Available from: https://doi.org/10.1093/jmedent/37.3.480
  » https://doi.org/10.1093/jmedent/37.3.480
• ²⁶ Mullen G, Durden L. Medical and veterinary entomology. 3 rd ed. San Diego, United States, Academic Press, 2019;794p.
• ²⁷ Elowni EE, Elbihari S. Natural and experimental infection on the beetle, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) with Choanotaenia infundibulum and other chicken tape-worms. Vet. Sci. Commun. 1979; 3:171-173. Available from: https://doi.org/10.1007/BF02268965
  » https://doi.org/10.1007/BF02268965
• ²⁸ Galli A, Souza D, Garbellini GS, Coutinho CFB, Mazo LH, Avaca LA, Machado SAS. Utilização de técnicas eletroanalíticas na determinação de pesticidas em alimentos. Quím. Nova. 2006; 29(1):105-112. Available from: https://doi.org/10.1590/S0100-40422006000100020
  » https://doi.org/10.1590/S0100-40422006000100020
• ²⁹ Tomberlin JK, Richman D, Myers HM. Susceptibility of Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) from broiler facilities in Texas to four insecticides. J. Econ. Entomol. 2008; 101(2):480-483. Available from: https://doi.org/10.1603/0022-0493(2008)101[480:soadct]2.0.co;2
  » https://doi.org/10.1603/0022-0493(2008)101[480:soadct]2.0.co;2
• ³⁰ Chernaki-Lefer AM, Sosagómez DR, Almeida LM, Lopes ION. Susceptibility of Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera, Tenebrionidae) to cypermethrim, dichlorvos and trifumuron in southern Brazil. Rev. Bras. Entomol. 2011; 220(1):125-128. Available from: https://doi.org/10.1590/S0085-56262011000100020
  » https://doi.org/10.1590/S0085-56262011000100020
• ³¹ Fogaça I, Ferreira E, Saturnino KC, Santos TR, Cavali J, Porto MO. Álcool para controle de cascudinho em cama de frangos de corte. Arch. Zootec. 2017; 66(256):509-514. Available from: https://doi.org/10.21071/az.v66i256.2766
  » https://doi.org/10.21071/az.v66i256.2766
• ³² Chernaki-Lefer AM, Sosa-Gomez DR, Almeida LM. Suscetibilidade de Alphitobius diaperinus (Panzer, 1797) (Coleoptera: Tenebrionidae) a reguladores de crescimento de insetos (RCI). Arq. Inst. Biol. 2006; 73(1):51-55. Available from: https://www.researchgate.net/publication/284549911_Susceptibility_of_Alphitobius_diaperinus_Panzer_1797_Coleoptera_Tenebrionidae_to_insect_growth_regulators_IGR
  » https://www.researchgate.net/publication/284549911_Susceptibility_of_Alphitobius_diaperinus_Panzer_1797_Coleoptera_Tenebrionidae_to_insect_growth_regulators_IGR
• ³³ Gazoni FL, Flores F, Bampi RA, Silveira F, Boufeur R, Lovato. Avaliação da resistência do cascudinho (Alphitobius diaperinus) (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae) a diferentes temperaturas. Arq. Inst. Biol. 2012; 79(1): 69-74. Available from: https://www.scielo.br/j/aib/a/QDGt4PYpcqL76Yt3XtPH5bD/?format=pdf⟨=pt
  » https://www.scielo.br/j/aib/a/QDGt4PYpcqL76Yt3XtPH5bD/?format=pdf⟨=pt
• ³⁴ Alves LFA, Uemura-Lima DH, Oliveira DGP, Godinho RPV. Eficiência de um novo inseticida comercial para o controle do cascudinho dos aviários (Alphitobius diaperinus) (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae). Arq. Inst. Biol. 2010; 77(4):693-700. Available from: https://doi.org/10.1590/1808-1657v77p6932010
  » https://doi.org/10.1590/1808-1657v77p6932010
• ³⁵ Dias DA, Vargas AB, Almeida FS. Efeitos de dosagem mais concentrada de cipermetrina no controle de cascudinho. Rev. Acad. Ciênc. Agrár. Ambient. 2013; 11(4):437-442. Available from: https://doi.org/10.7213/academico.011.004.AO11
  » https://doi.org/10.7213/academico.011.004.AO11
• ³⁶ Volpato A, Lorenzetti WR, Zortea T, Giombelli LCDD, Baretta D, Santos RCV, Vaucher RA, Rafin RP, Souza ME, Stefani LM, Boligon AA, Athayde ML, Silva AS. Melaleuca alternifolia essential oil against the lesser mealworm (Alphitobius diaperinus) and its possible effect on the soil fauna. Rev. Bras. Ciênc. Avíc. 2016; 18(1):41-46. Available from: https://doi.org/10.1590/1516-635X1801041-046
  » https://doi.org/10.1590/1516-635X1801041-046
• ³⁷ Maria CAB, Moreira RFA. Cafeína: revisão sobre métodos de análise. Quim. Nova. 2007; 30(1):99-105. Available from: http://static.sites.sbq.org.br/quimicanova.sbq.org.br/pdf/Vol30-No19920-RV05372.pdf
  » http://static.sites.sbq.org.br/quimicanova.sbq.org.br/pdf/Vol30-No19920-RV05372.pdf
• ³⁸ Krisko A, Kveder M, Pifat G. Efect of cafeine on oxidation susceptibility of human plasma low density lipoproteins. Clin. Chim. Acta. 2005; 355(1-2):47-53. Available from: https://doi.org/10.1016/j.cccn.2004.12.001
  » https://doi.org/10.1016/j.cccn.2004.12.001
• ³⁹ Varago FC, Silva LP, Ribeiro JR, Fernandes CA, Carvalho BC, Gioso MM, Moustacas VS. Teoflina como agente capacitante do semen bovino. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec. 2017; 69(6): 1670-1614. Available from: https://doi.org/10.1590/1678-4162-9173
  » https://doi.org/10.1590/1678-4162-9173
• ⁴⁰ Laranja AT, Manzato AJ, Bicudo HEMC. Efects of cafeine and used cofee grounds on biological features of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) and their possible use in alternative control. Genet. Mol. Biol. 2003; 26(4):419-429. Available from: https://doi.org/10.1590/S1415-47572003000400004
  » https://doi.org/10.1590/S1415-47572003000400004
• ⁴¹ Guirado MM, Bicudo HEMMC. Attractiveness of bioinsecticides cafeine and used cofee grounds in the choice of oviposition site by Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Int. J. Mosquito Res. 2016; 47(3):47-51. Available from: https://docs.bvsalud.org/biblioref/ses-sp/2016/ses-38077/ses-38077-7041.pdf
  » https://docs.bvsalud.org/biblioref/ses-sp/2016/ses-38077/ses-38077-7041.pdf
• ⁴² Laranja AT, Manzato AJ, Bicudo HEMC. Cafeine effect on mortality and oviposition in successive generations of Aedes aegypti. Rev. Saúde Pública. 2006; 40(6): 1112-1117. Available from: https://doi.org/10.1590/S0034-89102006000700022
  » https://doi.org/10.1590/S0034-89102006000700022
• ⁴³ Nathanson JA. Cafeine and related methylxanthines: possible naturally occurring pesticides. Science. 1984; 226(4671): 184-187. Available from: https://doi.org/10.1126/science.6207592
  » https://doi.org/10.1126/science.6207592
• ⁴⁴ Pólo AM. Efeito da cafeína no desenvolvimento de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae): o significado biológico das alterações do padrão de síntese de esterases. Dissertação Mestrado. UNESP, 2014. Available from: http://www.sbicafe.ufv.br/hand-le/123456789/8993
  » http://www.sbicafe.ufv.br/hand-le/123456789/8993
• ⁴⁵ Harel M, Kryger G, Rosenberry TL, Mallender WD, Lewis T, Fletcher RJ, Guss JM, Silman I, Sussman JL. Three-dimensional structures of Drosophila melanogaster acetylcholinesterase and of its complexes. Protein Sci. 2000; 9(6):1063-1072. Available from: https://dx.doi.org/10.1110%2Fps.9.6.1063
  » https://dx.doi.org/10.1110%2Fps.9.6.1063
• ⁴⁶ Davey K. The interaction of feeding and mating in the hormonal control of egg production in Rhodnius prolixus J. Insect Physiol. 2007; 53(3): 208-215. Available from: https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2006.10.002
  » https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2006.10.002
• ⁴⁷ Lucena ALM, Gigliolli AAS, Lapenta AS. Análise das esterases durante as fases do desenvolvimento em Sitophilus oryzae (Coleoptera: Curculionidae) e sua relação com a resistência ao inseticida malathion. SaBios: Rev. Saúde Biol. 2012; 7(3):36-44. Available from: https://revista2.grupointegrado.br/revista/index.php/sabios/article/view/771
  » https://revista2.grupointegrado.br/revista/index.php/sabios/article/view/771
• ⁴⁸ Pohanka M. Alpha-7-nicotinic acetylcholine receptor is a target in pharmacology and toxicology. Int. J. Mol. Sci. 2012; 13(2):2219-2238. Available from: https://dx.doi.org/10.3390%2Fijms13022219
  » https://dx.doi.org/10.3390%2Fijms13022219
• ⁴⁹ Nishi Y, Sasaki K, Miyatake T. Biogenic amines, cafeine and tonic immobility in Tribolium castaneum J. Insect Physiol. 2010; 56(6):622-628. Available from: https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2010.01.002
  » https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2010.01.002
• ⁵⁰ Mansur JF, Figueira-Mansur J, Santos AS, Santos-Junior H, Ramos IB, Medeiros MN, Machado EA, Kaiser CR, Muthukrishnan S, Masuda H, Melo ACA, Moreira MF. The effect of lufenuron, a chitin synthesis inhibitor, on oogenesis of Rhodnius prolixus Pestic. Biochem. Physiol. 2010; 98(1):59-67. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.pestbp.2010.04.013
  » http://dx.doi.org/10.1016/j.pestbp.2010.04.013
• ⁵¹ Guirado MM, Bicudo HEMC. Efect of used cofee grounds on larval mortality of Aedes aegypti L. (Díptera: culicidae): Suspension concentration and age versus efficacy. BioAssay. 2007; 2(5):1-7. Available from: http://www.seb.org.br/biosay/arquivos/journals/1/articles/52/public/52-254-1-PB.pdf
  » http://www.seb.org.br/biosay/arquivos/journals/1/articles/52/public/52-254-1-PB.pdf
• ⁵² Phankaen Y, Manaprasertsak A, Pluempanupat W, Koul O, Kainoh Y, Bullangpoti V. Toxicity and repellent action of Coffea arabica against Tribolium castaneum (Herbst) adults under laboratory conditions. J. Stored Prod. Res. 2017; 71(2017):112-118. Available from: https://doi.org/10.1016/j.jspr.2017.01.006
  » https://doi.org/10.1016/j.jspr.2017.01.006
• ⁵³ Fredholm BB, Bättig K, Holmén J, Nehlig A, Zvartau EZ. Actions of cafeine in the brain with special reference to factors that contribute to its widespread use. Pharmacol. Rev. 1999; 51(1):83-133. Available from: https://pharmrev.aspetjournals.org/content/51/1/83
  » https://pharmrev.aspetjournals.org/content/51/1/83
• ⁵⁴ Zahniser N, Simosky JK, Mayfield RD, Negri CA, Hanania T, Larson GA, Kelly MA, Grandy DK, Rubinstein M, Low MJ, Fredholm BB. Functional uncoupling of adenosine A(2A) receptors and reduced response to cafeine in mice lacking dopamine D2 receptors. J. Neurosci. 2000; 20(16):5949-5957. Available from: https://doi.org/10.1523/jneurosci.20-16-05949.2000
  » https://doi.org/10.1523/jneurosci.20-16-05949.2000
• ⁵⁵ Crippen TL, Sheffield CL, Esquivel SV. The acquisition and internalization of Salmonella by the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). Vector Borne Zoonotic Dis. 2009; 9(1):65-71. Available from: https://doi.org/10.1089/vbz.2008.0103
  » https://doi.org/10.1089/vbz.2008.0103
• ⁵⁶ Lambkin TA, Rice SJ. Baseline responses of Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) to cyfuthrin and detection of strong resistance in field populations in eastern Australia. J. Econ. Entomol. 2006; 99(3):908-913. Available from: https://doi.org/10.1603/0022-0493-99.3.908
  » https://doi.org/10.1603/0022-0493-99.3.908
• ⁵⁷ Kaufman PE, Strong C, Rutz DA. Susceptibility of lesser mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae) adults and larvae exposed to two commercial insecticides on unpainted plywood panels. Pest Manag. Sci. 2008; 64(2):108-111. Available from: https://doi.org/10.1002/ps.1475
  » https://doi.org/10.1002/ps.1475
• ⁵⁸ Khoshraftar Z, Shamel A, Safekordi AA, Zaefzadeh M. Chemical composition of an insecticidal hydroalcoholic extract from tea leaves against green peach aphid. Int. J. Environ. Sci. Technol. 2019; 16(11):7583-7590. Available from: http://dx.doi.org/10.1007/s13762-018-2177-x
  » http://dx.doi.org/10.1007/s13762-018-2177-x
• ⁵⁹ Gomes GA, Monteiro CMO, Julião LS, Maturano R, Senra TOS, Zeringóta V, Calmon F, Matos RS, Daemon E, Carvalho MG. Acaricidal activity of essential oil from Lippia sidoides on unengorged larvae and nymphs of Rhipicephalus sanguineus (Acari: Ixodidae) and Amblyomma cajennense (Acari: Ixodidae). Exp. Parasitol. 2014; 137(0):41-45. Available from: https://doi.org/10.1016/j.exppara.2013.12.003
  » https://doi.org/10.1016/j.exppara.2013.12.003
• ⁶⁰ Boursier CM, Bosco D, Coulibaly A, Negre M. Are traditional neem extract preparations as efficient as a commercial formulation of azadirachtin A?. Crop Prot. 2011; 30(3):318-322. Available from: https://doi.org/10.1016/j.cropro.2010.11.022
  » https://doi.org/10.1016/j.cropro.2010.11.022
• ⁶¹ Anjali CH, Sharma Y, Mukherjee A, Chandrasekaran N. Neem oil (Azadirachta indica) nanoemulsion--a potent larvicidal agent against Culex quinquefasciatus Pest Manag. Sci. 2012; 68(2):158-163. Available from: https://doi.org/10.1002/ps.2233
  » https://doi.org/10.1002/ps.2233
• ⁶² Yang Z, Baldermann S, Watanabe N. Recent studies of the volatile compounds in tea. Food Res. Int. 2013; 53(2):585-599. Available from: https://doi.org/10.1016/j.foodres.2013.02.011
  » https://doi.org/10.1016/j.foodres.2013.02.011
• ⁶³ Filomeno CA, Barbosa LCA, Teixeira RR, Pinheiro AL, Farias ES, Silva EMP, Picanço MC. Corymbia spp. and Eucalyptus spp. essential oils have insecticidal activity against Plutella xylostella Ind. Crops Prod. 2017; 109(0):374-383. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.08.033
  » http://dx.doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.08.033
• ⁶⁴ Ananenka A. Insecticides and invertebrate neurophysiology: testing the efficacy of cafeine as an insecticide. 2018. Thesis (PhD in Biology). Montreal: Concordia University, 2018. Available from: https://digitalcommons.csp.edu/cup_commons_undergrad/1240
  » https://digitalcommons.csp.edu/cup_commons_undergrad/1240
• ⁶⁵ Tamburro M, Sammarco ML, Trematerra P, Colacci M, Ripabelli G. Potential role of Alphitobius diaperinus Panzer (Insecta, Coleoptera) in poultry farm as transmission vector of bacterial pathogens in broilers and humans. J. Appl. Microb. 2022; 74(6):883-892. Available from: https://doi.org/10.1111/lam.13679
  » https://doi.org/10.1111/lam.13679
• ⁶⁶ Rumbos C, Pantazis I, Athanassiou C. Population growth of the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae), on various commodities. J. Econ. Entomol. 2020; 113:1001-1007. Available from: https://doi.org/10.1093/jee/toz313
  » https://doi.org/10.1093/jee/toz313
• ⁶⁷ Oliveira DGP, Cardoso RR, Mamprim AP, Angeli LF. Laboratory and field evaluation of a cypermethrin-based insecticide for the control of Alphitobius diaperinus Panzer (Coleoptera: Tenebrionidae) and its in-vitro effects on Baeauveria bassiana bals. vuill. (Hypocreales: Cordycipitaceae). Braz. J. Poult. Sci. 2016; 18(3):371-380. Available from: https://dx.doi.org/10.1590/1806-9061-2015-0115
  » https://dx.doi.org/10.1590/1806-9061-2015-0115
• ⁶⁸ Souza CJ, Barbosa FM, Marujo MM, Santos ET, Domingues CH, Oliveira D, Sgavioli S. Efect of cypermethrin on the control of lesser mealworm (Alphitobius diaperinus) and broiler performance. Pesq. Vet. Bras. 2021; 41:e06859. Available from: https://doi.org/10.1590/1678-5150-PVB-6859
  » https://doi.org/10.1590/1678-5150-PVB-6859
• ⁶⁹ Tomberlin JK, RichmanD, Myers H. Susceptibility of Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) from broiler facilities in Texas to four insecticides. J. Econ. Entomol. 2008; 101(2):480-483. Available from: https://dx.doi.org/10.1603/0022-0493
  » https://dx.doi.org/10.1603/0022-0493
• ⁷⁰ Hickmann F, Morais AF, Bronzatto ES, Giacomelli T, Guedes JVC, Bernardi O. Susceptibility of the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae), from broiler farms of southern Brazil to insecticides. J. Econ. Entomol. 2018; 111(2):980-985. Available from: https://dx.doi.org/10.1093/jee/toy059
  » https://dx.doi.org/10.1093/jee/toy059
• ⁷¹ Gurib-Fakim A. Medicinal plants: traditions on yesterday and drugs of tomorrow. Mol. Aspects Med. 2006; 27(1):1-93. Available from: https://dx.doi.org/10.1016/j.mam.2005.07.008
  » https://dx.doi.org/10.1016/j.mam.2005.07.008
• ⁷² López MD, Pascual-Villalobos MJ. Mode of inhibition of acetylcholinesterase by monoterpenoids and implications for pest control. Indust. Crops. Products. 2010; 31(2):284-288. Available from: https://dx.doi.org/10.1016/j.ind-crop.2009.11.005
  » https://dx.doi.org/10.1016/j.ind-crop.2009.11.005

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  07 Nov 2022
• Data do Fascículo
  2022

Histórico

• Recebido
  28 Abr 2022
• Aceito
  02 Set 2022
• Publicado
  30 Set 2022