Diterpenos casbanos e acetofenonas de Croton nepetaefolius (Euphorbiaceae)

Casbane diterpenes and acetophenones of Croton nepetaefolius (Euphorbiaceae)

casbane diterpenoid; acetophenones; Croton nepetaefolius

ARTIGO

Diterpenos casbanos e acetofenonas de Croton nepetaefolius (Euphorbiaceae)

Casbane diterpenes and acetophenones of Croton nepetaefolius (Euphorbiaceae)

Hélcio Silva Santos^I; Francisca Maria Rodrigues Mesquita^I; Telma Leda G. Lemos^II,*; Francisco Jose Queiroz Monte^II; Raimundo Braz-Filho^III

^ICentro de Ciências Exatas e Tecnologia, Universidade Estadual Vale do Acaraú, 62040-370 Sobral - CE, Brasil

^IIDepartamento de Química Orgânica e Inorgânica, Universidade Federal do Ceará, 60451-970 Fortaleza - CE, Brasil

^IIISetor de Química de Produtos Naturais, LCQUI, CCT, Universidade Estadual Norte Fluminense, 28015-620 Campos - RJ, Brasil

ABSTRACT

Croton nepetaefolius is an aromatic plant native to the northeast of Brazil where it is extensively used in folk medicine as a sedative, orexigen and antispasmodic agent. The present work deals with the chromatographic analysis of the ethanolic extract of Croton nepetaefolius stalk. It allowed the isolation and characterization of two diterpenoids named 1,4-dihydroxy-2E,6E,12E-trien-5-one-casbane and 4-hydroxy-2E,6E,12E-5-one-casbane, two acetophenones named 2-hydroxy-4,6-dimethoxyacetophenone and 2-hydroxy-3,4,6-trimethoxyacetophenone and the steroids 3-O-b-D-glucopiranosylsitosterol and a mixture of b-sitosterol and stigmasterol. Structural elucidation was done on the basis of spectral data, mainly high field NMR and EIMS.

Keywords: casbane diterpenoid; acetophenones; Croton nepetaefolius.

INTRODUÇÃO

O uso de plantas com fins terapêuticos é uma tradição milenar presente nas culturas de várias nações constituindo, ainda hoje, um recurso alternativo de grande aceitação, não somente nos centros urbanos, mas sobretudo nas pequenas comunidades rurais. Este comportamento vem chamando a atenção da comunidade científica no sentido de comprovar a eficácia e promover o uso seguro desses recursos naturais.¹ Vale ressaltar que as plantas são fontes naturais de uma infinidade de substâncias químicas que são biossintetizadas com várias finalidades, entre elas, protegê-las contra predadores ou atrair polinizadores.²

Estudos realizados com espécies de Croton relatam a presença de alcalóides,^3-11 flavonóides,¹² esteróides e triterpenóides,^12,13 saponinas^14,15 e taninos.¹⁶ Os diterpenos, principais constituintes do gênero, possuem atividades biológicas, funções ecológicas e constituem protótipos na síntese de substâncias bioativas.^17-20 Dentre os diferentes tipos estruturais, os diterpenos casbanos são encontrados em apenas seis espécies da família Euphorbiaceae e merecem destaque por apresentarem atividades anticancerígena e bactericida.^21-24

Croton nepetaefolius é uma planta aromática endêmica do nordeste brasileiro conhecida popularmente como "marmeleiro sabiá", "marmeleiro cravo" ou "marmeleiro de cheiro". Esta espécie é largamente utilizada na medicina popular como estomáquico, carminativo e no tratamento de cólicas intestinais, sendo esta última ação cientificamente comprovada.²⁵ Estudos fitoquímicos anteriores relatam a presença de terpenóides²⁶ nesta espécie. Neste trabalho, foi realizada uma reinvestigação fitoquímica de Croton nepetaefolius, que resultou no isolamento dos diterpenos casbeno 1,4-diidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (1) e 4-hidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (2), sendo o segundo inédito na literatura. Em adição também foram isolados as acetofenonas 2-hidroxi-4,6-dimetoxiacetofenona (3), 2-hidroxi-3,4,6-trime-toxiacetofenona (4) e os esteróides 3-O-b-D-glico-piranosilsitosterol (5), b-sitosterol (6) e estigmasterol (7).

PARTE EXPERIMENTAL

Procedimentos experimentais gerais

As cromatografias de adsorção em coluna foram feitas em gel de sílica 60 (63-200 µm, 70-230 mesh, Vetec). O comprimento e diâmetro das colunas variaram de acordo com a quantidade de amostra a ser submetida à cromatografia. Nas cromatografias em camada delgada (CCD) foram utilizadas cromatofolhas de alumínio TLC 20 x 20 cm com gel de sílica 60 GF₂₅₄ (Merck) . As revelações das substâncias nas cromatoplacas analíticas foram realizadas, através da exposição destas, com solução de vanilina, seguida de aquecimento. O aparelho utilizado para a obtenção dos espectros de absorção na região do infravermelho foi o espectrômetro Perkin-Elmer, modelo 1000-FT. Os pontos de fusão foram obtidos em equipamento de microdeterminação digital da Mettler Toledo. Os espectros de ressonância magnética nuclear uni e bidimensionais foram obtidos em espectrômetro Bruker DRX-300 e DPX-500 (¹H: 300 e 500 MHz; ¹³C: 75 e 125 MHz), utilizando CDCl₃ como solvente e TMS como padrão interno. Os espectros de massas foram registrados em espectrômetro de massas, aparelho Shimadzu QP5050A, operando em 70 eV.

Material vegetal

O material vegetal (caule) de Croton nepetaefolius foi coletado no município de Caucaia-Ceará, em maio de 2004. A identificação botânica foi realizada pelo Prof. E. Nunes, da Universidade Federal do Ceará. A exsicata da espécie encontra-se depositada no Herbário Prisco Bezerra-UFC sob número 33.582.

Extração e isolamento

O caule (5 kg), seco à temperatura ambiente, foi triturado e submetido à extração a frio por 3 dias com etanol. A solução obtida foi destilada sob pressão reduzida fornecendo o extrato etanólico (58,2 g), que foi adsorvido em gel de sílica e submetido à coluna cromatográfica, utilizando-se eluentes: hexano (F 1-15), hexano/acetato de etila (1:1 F 16-25), acetato de etila (F 26-40) e etanol (F 41-48), obtendo-se um total de 48 frações, de 100 mL cada. As frações hexânicas (F 1-15) 22,5 g foram reagrupadas e recromatografadas com hexano (F' 1-10), hexano/acetato de etila (1:1 F' 11-16), acetato de etila (F' 17-21) e etanol (F' 22-25), obtendo-se um total de 25 frações, de 50 mL cada. As frações (F' 11-16) 14,0 g foram reagrupadas e submetidas a novo tratamento cromatográfico com hexano (F'' 1), hexano/acetato de etila (9:1 F'' 2-5; 8:2 F'' 6-15; 7:3 F'' 16-32) e acetato de etila (F'' 33) obtendo-se um total de 33 frações, de 25 mL cada. As frações (F'' 10-13), obtidas com hexano/acetato de etila (8:2), reunidas forneceram o diterpeno 1,4-diidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (3,0 g). As frações (F'' 7-8) 7,0 g foram reanidas e recromatografadas com hexano (F''' 1-2), hexano/acetato de etila (8:2 F''' 3-4), acetato de etila (F''' 5-10) e etanol (F''' 11) obtendo-se um total de 11 frações, de 50 mL cada. As frações (F''' 5-10) 4,0 g foram reagrupadas e recromatografadas com hexano/acetato de etila (9:1 F'''' 1-2; 8:2 F'''' 3-7; 6:4 F'''' 8-14; 4:6 F'''' 15-22) e acetato de etila (F'''' 23) obtendo-se um total de 23 frações, de 25 mL cada. As frações (F'''' 11-12), obtidas com hexano/acetato de etila (6:4), reunidas forneceram o diterpeno 4-hidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (70,0 mg). As frações hexano/acetato de etila (1:1 F 16-25) 10,8 g foram reagrupadas e recromatografadas com hexano (F' 1), hexano/acetato de etila (9:1 F' 2-10; 7:3 F' 11-13; 1:1 F' 14-15) e acetato de etila (F' 16), obtendo-se um total de 16 frações, de 100 mL cada. As frações (F' 10-13) e (F' 16) obtidas com hexano/acetato de etila (7:3) e acetato de etila, respectivamente, reunidas forneceram a acetofenona 2-hidroxi-4,6-dimetoxiacetofenona (4,0 g, p.f 77-78,5 ºC) e o esteróide 3-O-b-D-glicopiranosilsitosterol (80,0 mg, p.f 285-287 ºC). As Frações (F' 14-15) 4,8 g foram submetidas a novo tratamento cromatográfico com hexano (F'' 1-5), hexano/acetato de etila (8:2 F'' 6-10; 1:1 F'' 11-15; 2:8 F'' 16-30) e acetato de etila (F'' 31-40) obtendo-se um total de 40 frações, de 50 mL cada. As frações (F'' 6-10), obtidas com hexano/acetato de etila (8:2), reunidas forneceram a acetofenona 2-hidroxi-3,4,6-dime-toxi-acetofenona (100 mg, p.f 108 - 110,6 ºC). As frações (F'' 14-15) 2,5 g foram reunidas e recromatografadas com hexano (F'''1), hexano/acetato de etila (9:1 F''' 2-20; 8:2 F''' 21-45; 7:3 F''' 46-70; 1:1 F''' 71-80; 4:6 F''' 81-100; 2:8 F''' 101-110) e acetato de etila (F''' 111-121) obtendo-se um total de 121 frações, de 25 mL cada. As frações (F''' 81-90), obtidas com hexano/acetato de etila (4:6), reunidas forneceram os esteróides b-sitosterol e estigmasterol (40,0 mg).

Propriedades físicas e espectroscópicas

1,4-diidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (1): óleo verde, I.V. (KBr, u_max cm^-1): 3400, 2920, 1660, 1618, 1020, 756; EMIE m/z (%) 318 ([M]^·+, ausente), 300 (2), 282 (2), 150 (14), 135 (30), 121 (22), 107 (44). RMN ¹H ¹³C, Tabela 1.

4-hidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno (2): óleo verde, I.V. (KBr, u_max cm^-1): 3508, 2916, 1697, 1649, 1455, 1116, 753; EMIE m/z (%) 302 ([M]^·+, 2), 149(18), 135 (15), 121 (22), 107 (24). RMN ¹H ¹³C, Tabela 1.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os compostos 1 e 2 foram isolados a partir da fração hexânica do extrato etanólico de C. nepetaefolius como óleos densos esverdeados. Por intermédio dos espectros de RMN ¹³C (HBBD e DEPT 135) verificou-se a presença de 20 sinais de carbonos para ambos. O composto 1, isolado anteriormente dessa espécie, foi identificado como sendo o diterpeno 1,4-diidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno cujos dados espectrais de RMN ¹H, RMN ¹³C e IV estão em acordo com valores da literatura.²⁶ Por outro lado, a comparação dos deslocamentos químicos (Tabela 1) dos átomos de hidrogênio e carbono de 2 com os do composto 1 indicou a existência de um sistema casbânico similar. Vale destacar nos espectros de RMN ¹³C (HBBD e DEPT) de 2, os sinais em d_C 142,71 (C), 125,54 (CH), 134,56 (C), 145,06 (CH), 136,50 (C), 124,10 (CH) indicando três ligações olefínicas trissubstituídas, compatível com os sinais no espectro de RMN ¹H para três hidrogenios olefínicos em d_H 5,08 (d, 9,1), 6,34 (d, 10,5) e 4,83 (d, 8,2), condição semelhante à observada em 1 (Tabela 1). A conectividade dos carbonos metínicos com seus respectivos hidrogênios foi claramente observada no espectro ¹H-¹³C HMQC. Vale também ressaltar no espectro de RMN ¹³ HBBD o sinal compatível com cetona a,b-insaturada em d_C 200,40 (d_C 199,74 em 1) e no experimento HMBC, as correlações heteronuclear de hidrogênio e carbono a longa distância entre os carbonos C-2 (d_C 142,71), C-6 (d_C 134,56) e C-12 (d_C 136,50) e os hidrogênios 3H-19 (d_H 1,69), 3H-20 (d_H 1,95) e 3H-18 (d_H 1,58), respectivamente, indicando que três grupos metílicos se encontravam ligados a carbonos olefínicos. Paralelamente, as correlações do carbono quaternário C-15 (d_C 27,44) com os hidrogênios metílicos 3H-16 (d_H 1,02) e 3H-17 (d_H 1,17) e destes com os carbonos C-8 (d_C 28,45) e C-9 (d_C 36,01) revelaram que esses dois grupos metílicos encontravam-se ligados ao carbono quaternário C-15 do anel ciclopropila. Todos esses sinais são característicos de diterpenos com esqueleto casbano com anel macrocíclico de quatorze membros.^27,28 Porém, os espectros de RMN ¹³C e DEPT 135 mostraram a presença de um grupo metilênico a mais na estrutura de 2 através do sinal em d_C 38,91. Adicionalmente, os espectros de RMN ¹H e ¹³C de 2 não exibem os sinais em d_H 4,09 (H-1) e d_C 77,64 (C-1), respectivamente, registrados nos espectros de 1. Estas observações mostraram que o carbono metínico carbinólico C-1 em 1 se encontra na forma reduzida em 2, ou seja, como carbono metilênico (d_C 38,91), sendo esta a única diferença entre as estruturas 1 e 2. As atribuições dos deslocamentos químicos dos átomos de hidrogênio e carbono foram efetuadas de modo inequívoco pela utilização das técnicas de RMN unidimensionais (¹H, ¹³C e DEPT) e bidimensionais (¹H-¹³C HMQC e ¹H-¹³C HMBC) (Tabela 1). As configurações relativas dos carbonos quirais C-4, C-8 e C-9 de 2 foram determinadas com base na comparação dos dados espectrais de RMN (¹H e ¹³C) de 2 com dados do composto 1 tomado como modelo. Assim, os deslocamentos químicos e os valores das constantes de acoplamento dos hidrogênios H-3, H-4, H-7, H-8 e H-9 de 2 e 1 são muito próximos (Tabela 1) e consistentes com a mesma estereoquímica dos carbonos quirais correspondentes (C-4, C-8 e C-9) e das ligações duplas (D²-E e D⁶-E) nesses compostos. A comparação dos deslocamentos químicos dos carbonos C-13^_C-12, C-15^_C-18 e C-20 de 2 com os respectivos carbonos de 1 revelou, praticamente, os mesmos valores, e amparou esta dedução (Tabela 1). As exceções (C-1, C-2, C-13, C-14 e C-19) são justificadas pelos efeitos (a, b e g) do grupo hidroxila (ausente em 2) no carbono C-1 de 1. Assim, 2 foi identificado como o diterpeno 4-hidroxi-2E,6E,12E-trien-5-ona-casbeno, um metabólito secundário inédito na literatura.

O composto 3 tem fórmula molecular C₁₀H₁₂O₄, determinada através do espectro de massas (m/z 196) e dos espectros de RMN ¹³C (BB e DEPT 135). A análise dos espectros de RMN (¹H e ¹³C), IV e EM, assim como a comparação com os dados dos espectros de RMN ¹H e IV de 3 publicados na literatura²⁹ permitiram identificar a estrutura como 2-hidroxi-4,6-dimetoxiacetofenona. O composto 4 com fórmula molecular C₁₁H₁₄O₅ (m/z 226) tem 30 u.m.a. a mais que 3, sugerindo a presença de um terceiro grupo metoxílico em sua estrutura. Esta dedução é comprovada nos espectros de RMN ¹H (d_H 3,96, 3,91 e 3,83) e ¹³C (d_C 60,86, 56,11 e 55,74). Finalmente, a análise dos espectros (RMN ¹H e ¹³C, IV e EM) e a comparação com dados da literatura³⁰ permitiram identificar 4 como 2-hidroxi-3,4,6-trimetoxiacetofenona. Os esteróides 3-O-b-D-glicopiranisilsitosterol (5) b-sitosterol (6) e estigmasterol (7) foram caracterizadas com base nos dados espectrais de RMN ¹H e ¹³C, envolvendo principalmente a comparação dos deslocamentos químicos dos átomos de carbono com valores descritos na literatura.³¹

AGRADECIMENTOS

Às instituições financiadoras CNPq, CAPES, FUNCAP e FAPERJ pelas bolsas e auxílios concedidos, ao CENAUREM-UFC pela obtenção dos espectros de RMN e ao Prof. E. R. Silveira DQOI-UFC pela coleta do material botânico.

Recebido em 4/6/07; aceito em 6/9/07; publicado na web em 26/2/08

• 1. Fennell, C. W.; Lindsey, K. L.; McGraw, L.; Sparg, S. G.; Stafford, G. I.; Elgorashi, E. E.; Grace, O. M.; Staden, J.; J. Ethnopharmacol 2004, 94, 205.
• 2. Stepp, J. R.; J. Ethnopharmacol 2004, 92, 163.
• 3. Sanchez, V.; Sandoval, D.; Herrera, P.; Oquedo, M.; Rev. Cubana Farm 1982b, 16, 39.
• 4. Smolenski, S. J.; Silinis, H.; Farnsworth, N. R.; Lloydia 1975, 38, 479.
• 5. Bandoni, A. L.; Mendiondo, M. E.; Rondina, R. V. D.; Coussio, J. D.; II Econ. Bot 1976, 30, 161.
• 6. Sanchez, V.; Sandoval, D.; Rev. Cubana Farm. 1982a, 16, 45.
• 7. Nakanishi, K.; Sasaki, S. I.; Kiang, A. K.; Goh, J.; Kakisawa, H.; Ohashi, M.; Goto, M.; Watanabe, J. M.; Yokotami, H.; Matsumura, C.; Togashi, M.; Chem. Pharm. Bull. 1965, 13, 882.
• 8. Gunatilaka, A. A. L.; Sultanbawa, M. U. S.; Balasubramaniam, S.; J. Natl. Sci. Counc. 1980, 8, 187.
• 9. Collin, M. C. L. A.; Levy, J.; Bull. Soc. Pharma 1976, 32, 267.
• 10. Nimmanhemin, S.; Apisariyakul, A.; Bull Chieng Mai Ass. Med. Sci. 1979, 12, 125.
• 11. Arseculeratne, S. N.; Gunatilaka, A. A. L.; Panabokke, R. G.; J. Ethnopharmacol 1981, 4, 159.
• 12. Shetty, S. N.; Anika, S. M.; Asuzu, U. I.; Int. J. Crude Drug Res 1983, 21, 49.
• 13. Khier, Y. M.; Salih, A. M.; J. Afr. Med. Pl 1979, 2, 55.
• 14. Vera, R.; Smadja, J.; Conan, J. Y.; Plant Med. Phytother 1990, 24, 50.
• 15. Sinha, S. K. P.; Dogra, J. V. V.; J. Crude Drug Res 1985, 23, 77.
• 16. Cespedes, R.; Chacon, S.; Mora, A. L.; Ing. Cienc. Quim 1992, 14, 6.
• 17. Hanson, J. R.; Nat. Prod. Rep 1995,12, 207.
• 18. Hanson, J. R.; Nat. Prod. Rep 1996, 13, 59.
• 19. Hanson, J. R.; Nat. Prod. Rep 1997, 14, 245.
• 20. Hanson, J. R.; Nat. Prod. Rep 1998, 15, 93.
• 21. Choi, Y. H.; Kim, J.; Pezzuto, J. M.; Kinghorn, A. D; Farnsworth, N. R.; Tetrahedron Lett 1986, 27, 5795.
• 22. Choi, Y. H.; Pezzuto, J. M.; Kinghorn, A. D.; Farnsworth, N. R.; J. Nat. Prod 1988, 51, 110.
• 23. Burke, B. A.; Chan, W. R.; Pascoe, K. O.; Blount, J. F.; Manchand, P. S.; J. Chem. Soc., Perkin Trans 1 1981, 10, 2666.
• 24. Xu, Z. H.; Sun, J.; Xu, R. S.; Qin, G. W.; Phytochemistry 1998, 49, 149.
• 25. Abdon, A. P. V.; Leal-Cardoso, J. H.; Coelho-de-Souza, A. N.; Morais, S. M.; Santos, C. F.; Braz. J. Med. Biol. Res 2002, 35, 1215.
• 26. Vera, L. A.; Monte, F. J. Q.; Braz Filho, R.; J. Nat. Prod 1990, 53, 1566.
• 27. Bai, Y.; Yang, Y. P.; Ye, Y.; Tetrahedron Lett 2006, 47, 6637.
• 28. Kashman, Y.; Bernart, M. W.; Tischler, M.; Cardellina, J. H.; Boyd, M. R.; J. Nat. Prod 1994, 57, 426.
• 29. Soares, M. G.; Felippe, A. P. V.; Guimarães, E. F.; Kato, M. J.; Ellena, J.; Doriguetto, A. C.; J. Braz. Chem. Soc 2006, 17, 1205.
• 30. Patra, A.; Ghosh, G.; Magn. Reson. Chem. 1987, 25, 734.
• 31. Macari, P. T. A.; Emerenciano, V. P.; Ferreira, Z. M. G. S.; Quim. Nova 1990, 13, 260.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  13 Jun 2008
• Data do Fascículo
  2008

Histórico

• Aceito
  06 Set 2007
• Recebido
  04 Jun 2007