Constituintes químicos dos frutos de Copaifera langsdorffii Desf.

Chemical constituents of the fruits of Copaifera langsdorffii Desf.

Resumo

Phytochemical investigation of the hexane extract of fruit shells of Copaifera langsdorffii Desf. (Caesalpinioideae) afforded ent-kaur-16-en-19-oic acid, polyalthic acid, nivenolide and the mixture of caryophyllene oxide and ent-kaur-16-en-19-oic acid. The chloroform extract of unripe seeds led to the isolation of coumarin and the GC/MS analysis of the extract allowed the identification of 81.8% of the fatty acid composition after hydrolysis followed by methylation. The main fatty acid identified was oleic acid (33.1%). The isolation of all secondary metabolites was accomplished by modern chromatographic methods and the structure determination was accomplished by spectrometric methods (IR, MS, NMR ¹H and 13C).

Copaifera langsdorffii; terpenoids; fatty acids

Copaifera langsdorffii; terpenoids; fatty acids

ARTIGO

Constituintes químicos dos frutos de Copaifera langsdorffii Desf.

Chemical constituents of the fruits of Copaifera langsdorffii Desf.

José de Sousa Lima Neto^I; Nilce Viana Gramosa^{II, *}; Edilberto Rocha Silveira^II

^IDepartamento de Química, Universidade Federal do Piauí, 64049-550 Teresina – PI, Brasil

^IIDepartamento de Química Orgânica e Inorgânica, Centro de Ciências, Universidade Federal do Ceará, CP 6021, 60455-760 Fortaleza - CE, Brasil

ABSTRACT

Phytochemical investigation of the hexane extract of fruit shells of Copaifera langsdorffii Desf. (Caesalpinioideae) afforded ent-kaur-16-en-19-oic acid, polyalthic acid, nivenolide and the mixture of caryophyllene oxide and ent-kaur-16-en-19-oic acid. The chloroform extract of unripe seeds led to the isolation of coumarin and the GC/MS analysis of the extract allowed the identification of 81.8% of the fatty acid composition after hydrolysis followed by methylation. The main fatty acid identified was oleic acid (33.1%). The isolation of all secondary metabolites was accomplished by modern chromatographic methods and the structure determination was accomplished by spectrometric methods (IR, MS, NMR ¹H and ¹³C).

Keywords: Copaifera langsdorffii; terpenoids; fatty acids

INTRODUÇÃO

Copaifera langsdorffii Desf é uma árvore da família Leguminosae (Caesalpinioideae) conhecida popularmente por copaíba, pau-d'óleo, podói, cupaúba e cupiúva.¹ As plantas do gênero Copaifera encontram-se distribuídas na África e em regiões tropicais e subtropicais da América do Sul principalmente no Brasil, Venezuela, Guianas e Colômbia. No Brasil são encontradas principalmente nos estados do Pará e Amazonas.² Estas plantas fornecem o óleo-resina de copaíba, também conhecido por bálsamo de copaíba, por exsudação do tronco, principalmente de C. reticulata (copaíba marimari), C. officinalis (copaíba verdadeira) e C. langsdorffii (copaíba vermelha),^1,3-5 cujo interesse se deve ao seu variado uso na medicina popular, principalmente como cicatrizante e antiinflamatório.¹

Embora atualmente sejam descritas 72 espécies de Copaifera,⁵ apenas 17 apresentam registros na literatura sobre seus estudos químicos, em sua maioria referentes ao óleo-resina de C. langsdorffii e espécies de Copaifera não identificadas (Copaifera sp).^5,6

Poucas citações foram encontradas na literatura relacionadas com o fruto da copaíba, sendo destacados os relatos sobre ácidos graxos e cumarinas presentes nas sementes. O primeiro relato de cumarinas nas sementes foi citado para C. salikuonda Heck, do Sul da África Ocidental.⁷ A presença de compostos cumarínicos de C. langsdorffii foi descrita pela primeira vez por Mors e Monteiro, que obtiveram 0,65% da cumarina (1) e identificaram a umbeliferona nos extratos etéreos das sementes desta espécie.⁷ A identificação dos ácidos graxos: palmítico (24,9%), oleico (35,3%), linoleico (35,7%), araquídico (1,1%) e beênico (3,0%) presentes nas sementes de Copaifera sp foi relatada por Maia et al..⁸ Nas sementes de C. langsdorffii foram identificados amilóides xiloglucânicos⁹ e nos cotilédones foram encontrados polissacarídeos.¹⁰

Os estudos químicos e farmacológicos dos óleos essenciais dos frutos e das cascas dos frutos de C. langsdorffii em estudo foram descritos em relatos anteriores. Os constituintes principais identificados para o óleo essencial dos frutos foram: γ-muuroleno (29,8%) e β-cariofileno (14,8), enquanto que para o óleo das cascas dos frutos o constituinte principal era o óxido de cariofileno (47,3%).^6,11 As atividades antinociceptiva e antiinflamatória do óleo essencial das cascas dos frutos foram descritas por Paiva et al..¹²

Embora os relatos da literatura referentes à copaíba mostrem a importância do estudo do óleo-resina devido às propriedades terapêuticas já descritas, é necessário que outras partes da planta sejam avaliadas, com o objetivo de verificar se há semelhança entre as composições químicas do óleo-resina e de outras partes da planta. O presente trabalho descreveu a metodologia e os resultados obtidos no estudo dos constituintes químicos dos frutos de C. langsdorffii coletados na Chapada do Araripe – Crato - CE.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

O fracionamento cromatográfico das sementes verdes de Copaifera langsdorffii resultou no isolamento de uma substância sólida incolor identificada como cumarina 1 através dos dados de IV, RMN e EM e comparação com os dados da literatura.¹³ Segundo Mayer,¹⁴ esta cumarina é fator importante na dormência das sementes, já que é inibidora natural da germinação. Sendo assim, à medida que a semente amadurece, a cumarina é metabolizada até que o seu teor diminua, favorecendo a quebra da dormência e a germinação das sementes.^14,15

Os ácidos graxos do extrato clorofórmico das sementes maduras de C. langsdorffii foram identificados a partir da análise por CG-EM dos seus respectivos ésteres metílicos obtidos por metilação com diazometano.¹¹ O cromatograma apresentou 18 picos, cujos espectros de massa foram comparados com os espectros de massa fornecidos pelo banco de dados do equipamento e por comparação visual com espectros de massa encontrados na literatura,¹⁶ resultando na identificação de 11 ácidos graxos, 81,8% do total (Tabela 1).

O ácido graxo insaturado 9,12-octadecadienóico (ác. linoleico) descrito na literatura mostrou ser mais abundante para as sementes de Copaifera sp (35,7%)⁸ que para as sementes de C. langsdorffii (2,6%) neste estudo, enquanto que os teores dos ácidos hexadecanóico (20,2%) e 9-octadecenóico (33,1%) de C. langsdorffii apresentaram-se compatíveis com os descritos na literatura para Copaifera sp: 24,9 e 35,3%, respectivamente.

O fracionamento cromatográfico do extrato hexânico das cascas dos frutos de C. langsdorffii resultou no isolamento e identificação de três ácidos diterpênicos: ácido caurenóico 2, ácido poliáltico 3 e nivenolídeo 4, bem como da mistura do ácido caurenóico e óxido de cariofileno.

O espectro de RMN ¹H de 2 apresentou um singleto largo em δ_H 2,64 (1H) indicativo de hidrogênio alílico, ligado ao carbono C-13, característico de diterpenos de esqueleto do tipo caureno. Este tipo estrutural foi confirmado pelos sinais característicos dos hidrogênios: H-18 (δ_H 1,24; s; 3H), H-20 (δ_H 0,90; s; 3H), H-17 (δ_H 4,80; s; 1H) e H-17 (δ_H 4,74; s; 1H).

No espectro de RMN ¹³C de 2 o sinal em δ_C 184,9 foi relacionado ao grupo carboxila e os sinais em δ_C 156,2 e 103,5 permitiram confirmar a presença da ligação dupla exocíclica do esqueleto caureno. Os dados obtidos por RMN de 2 mostraram-se de acordo com os dados registrados na literatura para o ácido caurenóico, citado como um dos principais constituintes do óleo-resina de copaíba.¹⁷

No espectro de RMN ¹H de 3, três singletos característicos de anel furânico monossubstituído foram observados em δ_H 7,35 (H-15); 7,21(H-16) e 6,27(H-14). Os sinais em δ_H 4,89 e 4,61 foram relacionados com hidrogênios metilidenos da ligação dupla exocíclica (H-17). O espectro de RMN ¹³C de 3 mostrou um sinal em δ 185,4, característico de carboxila, além dos sinais em δ 148,1; 125,8 e 107,4 evidenciando a presença de anel furânico β-monossubstituído.

Com os dados obtidos e comparação com dados da literatura¹⁸ foi possível propor que 3 se tratava de um diterpeno furânico de esqueleto labdano conhecido como ácido poliáltico, já isolado de outras espécies de Copaifera.^19,20

O espectro de RMN ¹H de 4 mostrou dois singletos em δ 4,91 e 4,63 relacionados aos hidrogênios metilidênicos (H-17) da ligação dupla exocíclica, bem como, os singletos em δ 1,18 e 0,75, relativos aos hidrogênios metílicos H-19 e H-20, respectivamente, característicos de esqueleto labdânico. Os sinais em δ 7,12 (1H) e 4,80 (2H), foram atribuídos aos hidrogênios H-14 e H-15 de um butenolídeo α-substituído. Comparação dos dados obtidos com os dados da literatura relatados para o óleo-resina de copaíba⁶ permitiu a caracterização deste composto como o nivenolídeo 4.²¹

Relatos anteriores para o gênero Copaifera mostraram que os ácidos diterpênicos caurenóico, poliáltico e nivenolídeo, bem como o sesquiterpeno óxido de cariofileno são constituintes do óleo-resina de copaíba.^5,6 Este é o primeiro relato destes compostos nas cascas dos frutos do gênero Copaifera.

PARTE EXPERIMENTAL

Instrumentação e procedimentos experimentais

Os espectros na região do IV foram obtidos em espectrômetro Perkin Elmer, modelo FT-IR Espectrum 1000 da central analítica do Departamento de Química Orgânica e Inorgânica-UFC utilizando pastilhas de KBr. Os espectros de RMN ¹H e RMN ¹³C foram obtidos em espectrômetros Brucker Avance DPX – 300 e DRX-500 operando na freqüência de hidrogênio-1 a 300,13 MHz e a 500,13 MHz e na freqüência do carbono a 75,47 MHz e a 125,75 MHz, respectivamente. Os experimentos unidimensionais de RMN ¹³C foram efetuados sob desacoplamento total de hidrogênios. As amostras foram dissolvidas em 0,5 mL de CDCl₃ e acondicionadas em tubos de RMN de 5 mm. Os deslocamentos químicos (δ) foram expressos em partes por milhão (ppm) e referenciados para RMN ¹H pelo pico do hidrogênio pertencente à fração de clorofórmio não deuterada (δ 7,27) e para RMN ¹³C pelo pico central do tripleto em δ 77,0 do clorofórmio deuterado. O padrão de hidrogenação dos carbonos em RMN ¹³C foi determinado a partir da utilização da técnica DEPT com o ângulo de nutação (θ) de 135°. Os pontos de fusão foram determinados em aparelho de microdeterminação MQPAF – 301 (Microquímica) provido de placa aquecedora modelo FP – 52 e unidade de controle FP – 5. Os espectros de massa dos ésteres metílicos dos ácidos graxos foram obtidos em espectrômetro de massa Hewlett-Packard, modelo HP - 5971A, acoplado a cromatógrafo gás-líquido, modelo HP - 5890A série II (CGL-EM), provido de coluna capilar DB-5 (dimetilpolissiloxano) com 30,0 m de comprimento; 0,25 mm de diâmetro interno e filme de 0,1 µm, utilizando um gradiente de aumento de temperatura do injetor de 35 a 180 °C/4 °C/min e 180 a 280 °C/20 °C/min.

As cromatografias de adsorção em coluna foram realizadas em colunas de vidro de comprimentos e diâmetros variados com gel de sílica 60 (0,063-0,200 mm; 70-230 mesh) Vetec como fase estacionária. Para as cromatografias em camada delgada analítica (CCD) foram utilizadas lâminas de vidro contendo gel de sílica 60 GF₂₅₄ Fluka (Kiesegel) com indicador de fluorescência (254 nm). A revelação das placas CCD foi feita pela exposição das mesmas à lâmpada de irradiação na faixa do ultravioleta (UV), com dois comprimentos de onda (312 e 365 nm). Após pulverização das placas com solução de vanilina e ácido perclórico em etanol, as mesmas foram aquecidas por 5 min em placa aquecedora a aproximadamente 100 °C.

Material vegetal

Os frutos de Copaifera langsdorffii selecionados para estudo foram coletados na localidade de Barreiro Grande–Crato, Ceará. A exsicata da planta encontra-se depositada no Herbário Prisco Bezerra do Departamento de Biologia da UFC, registrada sob número 24.461.

Extração e isolamento dos constituintes químicos

As sementes verdes (469,0 g) de C. langsdorffii foram moídas e extraídas com hexano a frio, obtendo-se 11,0 g (2,3%) de uma mistura heterogênea de um óleo amarelo-escuro e um sólido branco que , após recristalização em hexano e filtração, forneceu 1,9 g (17%) de um sólido incolor, identificado como a cumarina 1 [Sólido cristalino incolor, p.f. 67.5-67.7 °C].¹⁵ As sementes maduras (239 g) forneceram 18,7 g (7,8%) de extrato após terem sido moídas e extraídas com clorofórmio por sohxlet. Uma alíquota de 1,0 g deste extrato foi submetida à hidrólise alcalina com 603 mg de KOH dissolvidos em 9 mL de etanol, sob refluxo por 4 h, seguindo a metodologia descrita por Matos.²² Os ácidos graxos obtidos (758 mg) foram metilados com diazometano, analisados por CGL-EM e identificados a partir da comparação dos espectros de massa de seus respectivos ésteres metílicos com dados da literatura.¹⁶

As cascas dos frutos (810 g) secas e moídas foram submetidas à extração com hexano utilizando o aparelho de sohxlet para extração a quente. O extrato hexânico foi concentrado em evaporador rotatório sob pressão reduzida resultando num extrato amarelo escuro (CFC-H; 175,7 g; 21,7%).

Uma alíquota de 162,8 g de CFCH foi fracionada através de coluna filtrante com gel de sílica resultando nas frações: hexânica (CFCH-H; 36,1 g; 22,2%), clorofórmica (CFCH-C; 69,3 g; 42,6%), acetato (CFCH-A; 43,2 g; 26,5%) e metanólica (CFCH-M; 3,2 g; 2,0%). A fração CFCH-H foi submetida a tratamento cromatográfico com gel de sílica e eluída inicialmente com hexano, seguido de misturas binárias de hexano:acetato de etila em gradiente de polaridade crescente. As frações obtidas foram reunidas de acordo com suas semelhanças observadas por CCD. A fração 7-8 (360 mg) eluída com hexano foi recromatografada sobre gel de sílica e eluída com os solventes hexano e acetato de etila puros e suas misturas binárias em ordem crescente de polaridade, resultando no isolamento do ácido caurenóico 2 (23,5 mg) [Sólido cristalino incolor, p.f. 178,1-179,7 °C]. A fração 9–10 (200 mg) eluída com hexano:acetato de etila 90:10 foi identificada como uma mistura do ácido caurenóico e óxido de cariofileno 5. A fração 16 (300 mg) eluída com hexano:acetato de etila 90:10 foi analisada por RMN ¹H e ¹³C e caracterizada como o ácido poliáltico 3 [Sólido branco amorfo, p.f. 98,5-99,8 °C].²⁰ Parte da fração CFCH-C (10 g) foi cromatografada em coluna cromatográfica sobre gel de sílica e eluição isocrática com hexano:acetato de etila 90:10, resultando no isolamento dos diterpenos ácido poliáltico 3 (150 mg) e nivenolídeo 4 (18 mg) [Sólido branco amorfo].⁶

AGRADECIMENTOS

Ao CNPq, FINEP, PRONEX, PADCT e CAPES pelo apoio financeiro e pelas bolsas concedidas. Aos Profs. A. G. Fernandes e E. P. Nunes do Departamento de Biologia da Universidade Federal do Ceará pela identificação botânica da planta.

Recebido em 20/4/07; aceito em 15/2/08; publicado na web em 7/8/08

• 1. Corrêa, M. P.; Dicionário de plantas úteis do Brasil e das exóticas cultivadas, Imprensa Nacional: Rio de Janeiro, 1984.
• 2. Willis, J. C.; A Dictionary of flowering plants and ferns, 8^th ed., Cambridge Press: Great Britain, 1973.
• 3. Veiga Jr., V. F.; Patitucci, M. L; Pinto, A. C.; Quim. Nova 1997, 20, 612.
• 4. Gottlieb, O. R.; Iachan, A.; Revista de Química Industrial 1945, 14, 20.
• 5. Veiga Jr., V. F.; Pinto, A. C.; Quim. Nova 2002, 25, 273.
• 6. Gramosa, N. V.; Tese de Doutorado, Universidade Federal do Ceará, Brasil, 2001.
• 7. Mors, W. B.; Monteiro, H. J.; Anais da Associação Brasileira de Química 1959, 18, 181.
• 8. Maia, J. G.; Varejão, M. J. C.; Wolter Filho, W.; Mourão, A. P.; Craveiro, A. A.; Alencar, J. W.; Acta Amazônica 1978, 8, 705.
• 9. Buckeridge, M. S.; Rocha, D. C.; Reid, J. S. G.; Dietrich, S. M. C.; Physiol. Plant. 1992, 86, 145.
• 10. Franco, T. T.; Rodrigues, N. R.; Serra, G. E.; Panegassi, V. R.; Buckeridge, M. S.; J. Chromatogr., B: Anal. Technol. Biomed. Life Sci 1996, 680, 255.
• 11. Gramosa, N. V.; Silveira, E. R.; J. Essent. Oil Res. 2005, 17, 130.
• 12. Paiva, L. A. F.; Santos, F. A.; Rao, V. S. N.; Silveira, E. R.; Resumos do 14ş Simpósio de Plantas Medicinais do Brasil, Florianópolis, Brasil, 1996.
• 13. Murray, R. D. H.; Mendez, J.; Brown, S. A.; The Natural Coumarins, Wiley: New York, 1982.
• 14. Mayer, A. M.; The germination of seeds, 4^th ed., Pergamon Press: Great Britain, 1989.
• 15. Borges, E. E. L; Borges, R. D. G.; Candido, J. F.; Gomes, J. M.; Rev. Bras. Sementes 1982, 4, 9.
• 16. Adams, R. P.; Identification of essential oil components by gas chromatography/ quadrupole mass spectroscopy, Allured Publishing Corporation: Illinois, 2001.
• 17. Hutchison, M.; Lewer, P.; Macmillan, J.; J. Chem. Soc., Perkin Trans. I 1984, 2363.
• 18. Carreras, C. R.; Rossomando, P. C.; Giordano, O. S.; Phytochemistry 1998, 48, 1031.
• 19. Braga, W. F.; Pinto, A. C.; Antunes, O. A. C.; Resumos da 14Ş Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Química, Caxambu, Brasil, 1991.
• 20. Ferrari, M.; Pagnoni, U. M.; Pelizzoni, F.; Phytochemistry 1971, 10, 905.
• 21. Rojas, E. T.; Rodriguez-Hahn, L.; Phytochemistry 1978, 17, 574.
• 22. Matos, F. J. A.; Introdução a Fitoquímica Experimental, Editora UFC: Fortaleza, 1997.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  12 Set 2008
• Data do Fascículo
  2008

Histórico

• Aceito
  15 Fev 2008
• Recebido
  20 Abr 2007