La situación de rabia en América es compleja: la rabia en perros ha disminuido drásticamente pero los murciélagos están siendo reconocidos cada vez más como reservorios naturales de otras variantes de rabia. Aquí compilamos las especies de murciélagos reconocidas como positivas a rabia con diferentes variantes antigénicas, así como su relación con el estado de conservación de los murciélagos a lo largo de América Latina. El virus de rabia está ampliamente distribuido en las especies de murciélagos de América Latina, 22.5% (75) de las especies de murciélagos conocidas han sido confirmadas como especies positivas a rabia. La mayoría de las especies de murciélagos reportadas como positivas a rabia son clasificadas por la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza como “Preocupación Menor”. De acuerdo al tipo de dieta, los murciélagos insectívoros tuvieron la mayor cantidad de especies reconocidas como reservorio del virus rabia, mientras en proporción los hematófagos fueron los más importantes. Investigaciones a escala gruesa deben buscar entender aspectos de ecología de la rabia; es necesaria la información básica sobre la distribución y dinámica poblacional para muchas especies de murciélagos de América Latina y el Caribe; y el efecto del cambio del paisaje en la generación de brotes de rabia transmitida por murciélagos permanece sin ser evaluado. Por último, para entender y prevenir enfermedades emergentes a partir de los murciélagos es necesario un enfoque integral incluyendo salud pública, ecología y biología de la conservación.
Rabies • Rev. Inst. Med. Trop. São
Paulo 57
(1)
• Jan-Feb 2015 • https://doi.org/10.1590/S0036-46652015000100009 linkcopiar
Rabia transmitida por murciélagos en Latino
América
Autoría
person Luis E. Escobar
schoolFacultad de Ecología y Recursos
Naturales, Universidad Andres Bello, Av. República 440, Santiago
Centro, ChileUniversidad Andres BelloChileSantiago Centro, ChileFacultad de Ecología y Recursos
Naturales, Universidad Andres Bello, Av. República 440, Santiago
Centro, ChileschoolCenter for Global Health and Translational
Science, State University of New York Upstate Medical University, Syracuse,
New York, USAState University of New York Upstate Medical
UniversityUSANew York, USACenter for Global Health and Translational
Science, State University of New York Upstate Medical University, Syracuse,
New York, USA
person A. Townsend Peterson
person Myriam Favi
schoolSección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, ChileInstituto de Salud Pública de
ChileChileSantiago, ChileSección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, Chile
person Verónica Yung
schoolSección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, ChileInstituto de Salud Pública de
ChileChileSantiago, ChileSección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, Chile
person Gonzalo Medina-Vogel
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Facultad de Ecología y Recursos
Naturales, Universidad Andres Bello, Av. República 440, Santiago
Centro, ChileUniversidad Andres BelloChileSantiago Centro, ChileFacultad de Ecología y Recursos
Naturales, Universidad Andres Bello, Av. República 440, Santiago
Centro, Chile
Center for Global Health and Translational
Science, State University of New York Upstate Medical University, Syracuse,
New York, USAState University of New York Upstate Medical
UniversityUSANew York, USACenter for Global Health and Translational
Science, State University of New York Upstate Medical University, Syracuse,
New York, USA
Biodiversity Institute, University of
Kansas, Lawrence 66045, USAUniversity of KansasUSALawrence, USABiodiversity Institute, University of
Kansas, Lawrence 66045, USA
Sección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, ChileInstituto de Salud Pública de
ChileChileSantiago, ChileSección Rabia, Subdepartamento de
Virología, Instituto de Salud Pública de Chile, Av. Marathon 1000,
Ñuñoa, Santiago, Chile
Figuras | Tablas
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imageFig. 1 Dog (blue line) and bat (red line) rabies cases during 2003-2013, based on samples from Latin American and Caribbean countries considered in this study. Belize, Costa Rica, Ecuador, Guatemala, Guyana, French Guyana, and Haiti did not have reports for this period. Notice the linear trend (black line) for each host group. Proportion of positive bat (green dash line) and dog samples (purple dash line) is shown. Source: SIEPI-PANAFTOSA/PAHO-WHO, data available on http://siepi.panaftosa.org.br/ open_in_new
imageFig. 2 Bat richness showing the number of bat species (rabies positive or not) present in Latin America (colored shading) and number of antigenic variants of bat rabies reported (gray bars). open_in_new
imageFig. 3 Numbers of rabies-positive species and antigenic variants of rabies reported by country (Table 1). Ven. = Venezuela. open_in_new
imageFig. 4 Conservation status for all bat species and rabies positive bat species in Latin America and the Caribbean. CR: Critically Endangered, EN: Endangered, VU: Vulnerable, NT: Near Threatened, LC: Least Concern, DD: Data Deficient. open_in_new
table_chartTable 1.
Bat species known to be rabies-positive in Latin America and the
Caribbean
| Insectivorous | Frugivorous | Nectarivorous | Omnivorous | Carnivorous | Hematophagous | AgV |
|---|---|---|---|---|---|---|
| Argentina | ||||||
| Eumops auripendulus † 12 | ||||||
| Eumops patagonicus † 10 | ||||||
| Histiotus montanus*10 | ||||||
| Myotis sp*10 | V3 69 | |||||
| Myotis nigricans*10 | V4 33,69 | |||||
| Tadarida brasiliensis † 10,33 | Artibeus lituratus * 15 | Desmodus rotundus * 69 | V6 33,69 | |||
| Eptesicus furinalis*69 | E 69 | |||||
| Molossus molossus † 69 | H 69 | |||||
| Lasiurus blossevillii*69 | M 69 | |||||
| Lasiurus cinereus*33,69 | ||||||
| Lasiurus ega*69 | ||||||
| Belize | ||||||
| Myotis fortidens*12 | ||||||
| Myotis nigricans*12 | Artibeus jamaicensis • 12 | Phyllostomus discolor • 12 | Desmodus rotundus • 12 | - | ||
| Molossus molossus † 12 | Artibeus lituratus • 12 | |||||
| Molossus sinaloae † 12 | ||||||
| Bolivia | ||||||
| Artibeus jamaicensis • 12 | Desmodus rotundus • 12 | V3 22 | ||||
| Artibeus lituratus • 12 | V5 22 | |||||
| Brazil | ||||||
| Cynomops abrasus † 82 | ||||||
| Cynomops planirostris † 82 | ||||||
| Eptesicus diminutus*82 | ||||||
| Eptesicus furinalis*82 | ||||||
| Eptesicus brasiliensis*82 | ||||||
| Eumops glaucinus † 82 | ||||||
| Eumops perotis † 82 | ||||||
| Eumops auripendulus † 82 | ||||||
| Histiotus velatus*82 | ||||||
| Lasiurus blossevillii*82 | Artibeus jamaicensis • 12 | V3 26,35 | ||||
| Lasiurus cinereus*82 | Artibeus lituratus • 82 | V4 26,35 | ||||
| Lasiurus ega*82 | Artibeus planirostris • 82 | Desmodus rotundus • 82 | V5 26 | |||
| Lasiurus egregius*82 | Carollia perspicillata • 82 | Anoura caudifer • 82 | Chrotopterus auritus • 82 | V6 26,35 | ||
| Lonchorhina aurita • 82 | Platyrrhinus lineatus • 82 | Anoura geoffroyi • 82 | Phyllostomus hastaius • 82 | Diaemus youngi • 82 | E 26 | |
| Lophostoma brasiliense • 82 | Sturnira lilium • 12 | Glossophaga soricina • 82 | Trachops cirrhosus • 82 | H 26 | ||
| Micronycteris megalotis • 82 | Uroderma bilobatum • 82 | Diphylla ecaudata • 82 | Eu 26 | |||
| Molossus molossus † 82 | Vampyrodes caraccioli • 12 | N 26 | ||||
| Molossops neglectus † 82 | Lb 26 | |||||
| Molossus rufus † 82 | ||||||
| Molossus sinaloae † 12 | ||||||
| Myotis albescens*82 | ||||||
| Myotis levis*82 | ||||||
| Myotis nigricans*82 | ||||||
| Myotis riparius*82 | ||||||
| Nyctinomops laticaudatus † 82 | ||||||
| Nyctinomops macrotis † 82 | ||||||
| Promops nasutus † 12 | ||||||
| Tadarida brasiliensis † 82 | ||||||
| Colombia | ||||||
| Eptesicus brasiliensis*65 | Carollia perspicillata • 53 | Desmodus rotundus • 68 | V3 68 | |||
| Molossus molossus † 65 | V4 68 | |||||
| Costa Rica | ||||||
| Desmodus rotundus • 4 | V3 4 | |||||
| Cuba | ||||||
| Eptesicus fuscus*12 | - | |||||
| Eumops glaucinus † 54 | ||||||
| Chile | ||||||
| Histiotus macrotus*23,24 | ||||||
| Histiotus montanus*23,24 | M 20,23,24,92 | |||||
| Lasiurus borealis*23,24 | V4 20,23,24,92 | |||||
| Lasiurus cinereus*23,24 | V6 20,23,24,92 | |||||
| Myotis chiloensis*23,24 | H 20,23,24,92 | |||||
| Tadarida brasiliensis † 23,24 | ||||||
| Ecuador | ||||||
| Desmodus rotundus • 27 | V3 27 | |||||
| El Salvador | ||||||
| Desmodus rotundus • 12 | - | |||||
| Guatemala | ||||||
| Molossus sinaloae † 12 | Artibeus lituratus • 12 | Phyllostomus discolor • 12 | Desmodus rotundus • 12 | - | ||
| Myotis fortidens*12 | ||||||
| French Guyana | ||||||
| Desmodus rotundus • 52 | V3 52 | |||||
| Honduras | ||||||
| Molossus sinaloae † 1 | Desmodus rotundus • 13 | - | ||||
| Mexico | ||||||
| Antrozous pallidus*12 | ||||||
| Eptesicus fuscus*12 | ||||||
| Lasiurus blossevillii*12 | ||||||
| Lasiurus cinereus*12 | ||||||
| Lasiurus ega*12 | ||||||
| Lasiurus intermedius*12 | ||||||
| Lasiurus seminolus*12 | V3 17,43,50,89 | |||||
| Macrotus waterhousii • 12 | Desmodus rotundus • 90 | V4 17,43,50,89 | ||||
| Molossus rufus † 12 | Glossophaga soricina • 1 | V5 17,43,50,89 | ||||
| Mormoops megalophylla £ 1 | Artibeus jamaicensis • 90 | Leptonycteris nivalis • 1 | Phyllostomus discolor • 12 | Noctilio leporinus ‡ 1 | Diaemus youngi • 12 | V6 17,43,50,89 |
| Myotis velifer*12 | Artibeus lituratus • 1 | Leptonycteris yerbabuenae • 12 | V8 17,43,50,89 | |||
| Nyctinomops laticaudatus † 12 | Carollia subrufa • 12 | Diphylla ecaudata • 1 | V9 17,43,50,89 | |||
| Nyctinomops macrotis † 12 | V11 17,43,50,89 | |||||
| Pteronotus personatus £ 12 | ||||||
| Pipistrellus subflavus*12 | ||||||
| Pteronotus parnellii £ 12 | ||||||
| Pteronotus davyi £ 12 | ||||||
| Rhogeessa parvula*1 | ||||||
| Rhogeessa tumida*12 | ||||||
| Tadarida brasiliensis † 90 | ||||||
| Nicaragua | ||||||
| Desmodus rotundus • 12 | - | |||||
| Panama | ||||||
| Cynomops planirostris † 1 | ||||||
| Micronycteris megalotis • 12 | ||||||
| Molossus coibensis † 1 | Artibeus jamaicensis • 1 | Noctilio sp. ‡ 12 | - | |||
| Molossus currentium † 12 | Uroderma bilobatum • 1 | |||||
| Molossus molossus † 12 | ||||||
| Myotis nigricans*1 | ||||||
| Paraguay | ||||||
| Lasiurus ega*81 | Artibeus jamaicensis • 8 | Desmodus rotundus • 12 | V6 81 | |||
| Tadarida brasiliensis † 8 | V3 64 | |||||
| Peru | ||||||
| Artibeus sp.•75 | ||||||
| Artibeus concolor • 12 | ||||||
| Myotis nigricans*12 | Artibeus lituratus • 12 | Phyllostomus hastatus • 12 | ||||
| Micronycteris megalotis • 12 | Carollia spp.•75 | Desmodus rotundus • 75 | V3 91 | |||
| Molossus molossus † 12 | Carollia perspicillata • 12 | Glossophaga soricina • 12 | Phyllostomus elongatus • 12 | |||
| Platyrhinus sp.•12 | ||||||
| Platyrrhinus lineatus • 12 | ||||||
| Uroderma sp.•75 | ||||||
| Dominican Republic | ||||||
| Tadarida brasiliensis † 62 | - | |||||
| Trinidad and Tobago | ||||||
| Diclidurus albus ∫ 31 | Desmodus rotundus • 31 | - | ||||
| Molossus molossus † 31 | Artibeus jamaicensis • 31 | |||||
| Pteronotus davyi £ 31 | Artibeus lituratus • 31 | |||||
| Pteronotus parnellii £ 12 | Carollia perspicillata • 31 | Diaemus youngi • 31 | ||||
| Uruguay | ||||||
| Lasiurus cinereus*69 | ||||||
| Lasiurus ega*69 | Desmodus rotundus • 69 | V4 69 | ||||
| Molossus molossus † 32 | V3 32 | |||||
| Myotis spp.*69 | ||||||
| Tadarida brasiliensis † 69 | ||||||
| Venezuela | ||||||
| Molossus rufus † 16 | Diphylla ecaudata • 1 | M 16 | ||||
| Desmodus rotundus • 16 | V3 16 | |||||
| V5 16 | ||||||
-
Family:
-
*
Vespertilionidae;
-
•
Phyllostomidae;
-
†
Molossidae;
-
£
Mormoopidae;
-
‡
Noctilionidae;
-
∫
Emballonuridae. AgV: Antigenic variants by country. E: Antigenic variant for Eptesicus spp.; Eu: Eumops; H: Antigenic variant for Histiotus spp.; Lb: Lasiurus borealis; M: Antigenic variant for Myotis spp.; N: Nyctinomops; V3, V5, V8, V11: Antigenic variant for D. rotundus; V4, V9: T. brasiliensis; V6: Lasiurus spp.
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