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Química Nova

Print version ISSN 0100-4042On-line version ISSN 1678-7064

Quím. Nova vol.22 n.2 São Paulo Mar./Apr. 1999

http://dx.doi.org/10.1590/S0100-40421999000200006 

ARTIGO

Flavonóides das flores de Stiffitia chrysantha Mikan


Márcia Cristina Campos de Oliveira e Mário Geraldo de Carvalho
Departamento de Química - Instituto de Ciências Exatas - Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro - 23851-970 - Seropédica - RJ
Dalva T. Ferreira
Departamento de Química - Universidade Estadual de Londrina - CP 6001 - 86051 - Londrina - PR
Raimundo Braz-Filho
Setor de Química de Produtos Naturais - LCQUI-CCT - Universidade Estadual do Norte Fluminense - 28015-620 - Campos- RJ

Recebido em 3/12/97; aceito em 19/6/98


 

 

Flavonoids from flowers of Stiffitia crysantha Mikan. The flowers of Stiffitia chrysantha Mikam(Asteraceae) contain eriodictiol, quercetin, luteolin and b-D-glycopyranosil-sitosterol. These compounds and its derivatives were identified by their 1H and 13C NMR, infra-red and mass spectra data. The heteronuclear 2D NMR were used to confirm the assignments of the proton and carbon chemical shifts, it was used to eliminate definitively the ambiguous correlation reported in the literature for C-5 and C-9 of quercetin and C-23 and C-25 of b-D-glycopyranosil-sitosterol.

Keywords: Stiffitia chrysantha; Asteraceae; flavonoids.

 

 

INTRODUÇÃO

A família Asteraceae compreende 1100 gêneros com aproximadamente 25000 espécies encontradas freqüentemente em regiões tropicais, subtropicais e temperadas, ocorrendo tanto em localidades ao nível do mar como atingir os picos das mais altas montanhas1.

Stiffitia chrysantha Mikan apresenta-se como arbusto alto muito ramificado, ocorre desde a Bahia até São Paulo e é comum nas matas do Estado do Rio de Janeiro. Trata-se de um arbusto ornamental, devido a presença flores vistosas, sendo muito usada para arranjos florais2. O presente trabalho descreve o primeiro estudo fitoquímico do gênero Stiffitia onde revelamos o isolamento de flavonóides e de um esteróide glicosilado das flores de Stiffitia chrysantha. As estruturas das substâncias isoladas foram estabelecidas com base na análise de dados espectrais, principalmente RMN 1H e 13C uni e bidimensional.

Nos últimos anos tem-se observado um interesse crescente no estudo da atividade biológica de plantas que contém flavonóides. Neste sentido tem-se desenvolvido trabalhos sobre ação dos flavonóides na biologia das plantas, bioquímica ecológica, quimiotaxônomia, tecnologia de alimentos e farmacologia. Levando em consideração estes fatores, tornam relevantes os conhecimentos sobre as fontes naturais de flavonóides. Para melhor contribuir com os estudos da atividade biológica dos flavonóides é importante sua identificação correta nos extratos de plantas, até mesmo quando eles se apresentam como traços3. A flavona luteolina (1) ocorre freqüentemente nos tecidos florais, quercetina (2) dá a cor creme pálida ou branca às flores que são muito características de Asteraceae4. Os flavonóides por serem compostos fenólicos agem como potentes antioxidantes e formam quelatos com os metais. Eles agem contra vírus, bactérias, fungos e na alimentação, reprodução e desenvolvimento animal,. Podem também interferir na germinação de sementes e reprodução de mudas5. Devido a importância e a potencialidade química dos flavonóides, evidencia-se a necessidade da intensificação das investigações de diversos substratos de plantas que contenham estas substâncias. Neste primeiro estudo fitoquímico da espécie Stiffitia chrysantha observamos que esta apresenta-se como uma produtora em potencial de flavonóides, destacando-se a quercetina pela atividade inibidora de crescimento e proliferação de células malignas e promoção de tumores. Estudos recentes revelaram que a quercetina (2) inibe a atividade de várias enzimas, incluindo a CAMP (independente proteína quinase, Ca++-fosfolipídeo dependente proteína quinase) associada com tumores mamários. A atividade anti-tumoral da quercetina (2) tem sido usada como parâmetro de avaliação da atividade de outros flavonóides6.

 

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Uma mistura dos flavonóides 1 e 2 do extrato etanólico revelou absorção em 3250 cm-1 atribuída ao estiramento de hidroxila fenólica, absorções em 1450 e 1510 cm-1 referentes a presença de estiramento de C=C de anel aromático e a banda em 1640 cm-1 correspondente a estiramento de carbonila conjugada.

A análise do espectro de RMN de 1H mostrou a presença de sinais de hidrogênios aromáticos. Os dois dubletos (J = 2,0Hz) em d:6,25 e d:6,51 foram atribuídos aos hidrogênios H-6 e H-8, do anel A, respectivamente. O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear de carbono e hidrogênio ligados entre si (1Hx13C - COSY - 1JCH) mostrou sinal de correlação entre H-6(d:6,25) com o sinal dc 98,46(C-6) e H-8(d:6,51) com dc 93,60(C-8). Os sinais dos carbonos quaternários oxigenados presentes nos espectros de RMN de 13C (PND): 164,30; 161,13; 156,63 ppm são compatíveis com as freqüências dos carbonos oxigenados deste anel.

O espectro de RMN 2D (1Hx1H-COSY) mostrou sinal de interação entre um duplo dupleto em 7,71 ppm e os sinais em dH: 6,98 e 7,82 ppm. O número de hidrogênios hidroxílicos revelados no espectro de RMN de 1H e os sinais adicionais de carbonos aromáticos quaternários dc: 136,08; 145,38 e 147,99 e dCH: 120,36; 116,27; 115,45 ligados aos prótons que absorvem, respectivamente, em 7,71; 6,98 e 7,82 ppm, são compatíveis com o anel B. O sinal em 136,08 ppm representa um carbono quaternário carbinólico idêntico ao C-3 da quercetina 1 registrado na literatura7.

A presença dos sinais de menor intensidade em 6,58(s), 6,98(d, J= 8,0Hz), 7,47(dd, J= 2,0 e 8,0 Hz), e 7,51(d, J= 2,0Hz) presentes no espectro de RMN de próton e os demais sinais de menor intensidade presentes no espectro de RMN de carbono-13 permitiram identificar outra flavona na amostra analisada. O acoplamento do sinal em 103,3 ppm (C-3) com o sinal em 6,58ppm (H-3) (1JCH) é compatível com a presença da luteolina 2 como um componente em menor percentagem na mistura. A Tabela 1 faz comparações dos deslocamentos químicos dos carbonos de 1 e 2 com os modelos da literatura7. Esta comparação facilitou a identificação dos constituintes da mistura.

 

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A literatura faz atribuições diferentes para as freqüências dos carbonos C-5 e C-9 (Tabela 1) e os sinais de interações a duas ligações (2JCH) observados no espectro bidmensional (1Hx13C-COSY) do H-6 e OH-5 com C-5 e do H-8 com C-9 permitiram atribuir inequivocamente os deslocamentos químicos dos átomos de carbono dos componentes na mistura.

Os íons fragmentários correspondentes aos picos registrados no espectro de massas por impacto de elétrons com m/z: 137(100) e 95(27), serviram para a confirmação do padrão de substituição do anel B de 1 e 2.

A obtenção do derivado acetilado (1a e 2a) da mistura contendo as substâncias 1 e 2 permitiu a confirmação das estruturas propostas. O espectro de RMN1H do derivado acetilado da mistura revelou três sinais simples correspondentes a grupos acetoxilicos: 2,32; 2,34; 2,42 ppm. A análise dos sinais de hidrogênios aromáticos mostra claramente que houve deslocamentos paramagnéticos de H-6 (Dd=0,55 ppm) e H-8 (Dd=0,81 ppm), devido aos efeitos do grupo acetoxilicos já revelados na literatura8.

O espectro 2D de interação homonuclear (1Hx1H-COSY) do derivado acetilado mostra a interação entre H-6 (dH: 6,88 d, J= 2,0Hz) com H-8 (dH: 7,31 d, J= 2,0Hz) e de H-6' (dH 7,75 dd, J= 2,0Hz e J= 8,0Hz) com H-5' (dH: 7,4 d, J= 8,0Hz). Isto serviu para confirmar a atribuição do deslocamento químico de H-2' (dH: 7,70d) em campo mais baixo do que o H-5'.

As diferenças significativas dos deslocamentos químicos dos átomos de carbono-13 aromáticos da mistura de 1 + 2 observadas pela comparação com os dados correspondentes aos derivados acetilados (1a +2a) foram consistentes com as alterações eletrônicas provocadas pela conversão dos grupos hidroxílicos em acetoxílicos. A blindagem dos carbonos ipso C-5, C-7,C-3' e C-4' em 1a e C-3, C-5, C-7, C-3' e C-4' em (2), é devido ao efeito g de proteção exercido pelo átomo de oxigênio carbonílico e pelo grupo metila da função acetoxila. Os carbonos em posição orto e para ao grupo acetoxilico sofrem um efeito desprotetor devido a diminuição da capacidade de blindagem resultante do efeito mesomérico de átomos de oxigênio. Isto ocorre devido a presença de grupo carbonila [-OAc- retirador de elétrons (efeito indutivo e mesomérico)] que, atenua a deslocalização dos elétrons não compartilhados do heteroátomo.

O espectro de I.V. da substância 3 apresentou banda de absorção em 3300 cm-1 que foi atribuída a estiramento de grupos hidroxílicos, absorção em 1650 cm-1, referente ao estiramento do grupo carbonila conjugada e as bandas em 1600 e 1450 cm-1 que indicam a presença de anel aromático.

O espectro de RMN 1H possui dois sinais na região de prótons aromáticos: dH: 7,02 (d, J= 2,0Hz, 1H); dH: 6,86 (d, J= 2,0Hz, 2H) e o sinal de 2H em dH: 5,94 (d, J= 2,0Hz ). Os sinais de absorção de carbono-13 presentes no espectro 1D (PND) em dC: 114,74; 115,94; 119,20; 96,74 e 95,83, são compatíveis com sinais de cinco carbonos metínicos aromáticos protegidos. O sinal de próton carbinólico: dH: 5,38(dd, J= 12,60 e J= 3,10Hz) e os dois duplo dubletos de dois prótons metilênicos em dH: 2,74 (dd, J= 17,10 e J= 3,10Hz) e dH: 3,13 (dd, J= 12,60 e J= 3,10Hz) permitem propor a estrutura da flavona eriodictiol 3 já registrada na literatura7. Os valores das constantes de acoplamento (J= 3,1Hz e J= 12,6Hz) permitiram sugerir a posição axial para H-2. O valor dos deslocamentos químicos de H-3ax e H-3eq contrariam a generalização de maior proteção para hidrogênios em posição axial em relação ao hidrogênio em posição equatorial. Isto mostra que o hidrogênio em posição equatorial (H-3eq) está dentro do cone de proteção da carbonila (3c).

O derivado metilado da substância 3, permitiu a confirmação da estrutura através da análise do espectro obtido por experiência com irradiação dupla nas freqüências dos prótons metoxílicos e posterior diferença de espectro. A irradiação em dH: 3,82 (MeO-7) gerou NOE de 11% em dH: 6,06 (H-6 e H-8). Esta interação espacial entre os prótons revela claramente a proximidade de H-6 e H-8 com este grupo metoxila. A posição orto das hidroxilas do anel B, foi confirmada com a irradiação dos prótons metoxílicos do derivado (MeO-4': 3,86 e MeO-3': 3,91 ppm) que exerceu NOE em H-5' (6,89 ppm; 5%) e em H-2' (6,98 ppm; 7%), respectivamente.

O espectro I.V. da substância natural 4 apresentou absorções em: 3370 cm-1 devido a estiramento de OH e as absorções em 2950, 2850, 1420, 1380 cm-1 que são dos grupos -CH, -CH2 e -CH3 da substância analisada.

A amostra foi insolúvel nos solventes orgânicos usuais para registro de espectro de RMN 1H e 13C e, consequentemente, foi necessário preparar o derivado acetilado (4a). Os espectros de RMN 13C e DEPT q = 90o e 135o forneceram o número de átomos de carbono correspondentes a C, -CH, -CH2 e -CH3 e permitiu identificar o derivado 4a como um esteróide glicosilado.

Os resultados obtidos através dos espectros de RMN 13C do derivado acetilado foram utilizados, também, para analisar corretamente os deslocamentos químicos dos átomos de carbono-23 (-CH2: 25,94 ppm) e 25 (CH: 29,06ppm). Isto confirma as observações de Alves e col.9 e Itoh e col.10 que chamaram a atenção para as atribuições incorretas existentes na literatura11.

Os íons fragmentários correspondentes aos picos m/z: 256(21), 169(17), 109(20), 97(42) e 69(65), entre outros, estão de acordo com a estrutura proposta para esta substância. O pico m/z:109(20) confirma a presença da dupla ligação entre os carbonos 5 e 6. Todos estas informações permitiram definir a estrutura para as atribuições da substância natural 4 como 3 b-O-b-D-glicopiranosilsitosterol.

 

PARTE EXPERIMENTAL

Procedimentos Experimentais Gerais. A análise das frações foi feita por cromatografia usando Sílica-gel da Merck para coluna e GF 254 para camada fina analítica e preparativa. As substâncias foram reveladas utilizando vapores de iodo e/ou irradiação ultravioleta nos comprimentos de onda 254nm e 366nm. Os solventes utilizados foram da Merck ou Vetec. A eliminação dos solventes do extrato e das frações de colunas cromatográficas foi feita em evaporador rotatório BUCHI à pressão reduzida.

 

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Os pontos de fusão foram determinados em aparelhos MEL-TEMP II e não foram corrigidos.

Os espectros de I.V. foram registrados em pastilhas de KBr num espectrômetro Perkin-Elmer 1420, existente no departamento de Química da UFRuRJ.

Os espectros uni-(1D) e bidimensionais (2D) foram registrados em um espectrômetro AC-200 do Bruker, operando a 200 MHz para hidrogênio e 50,3 MHz para carbono-13 com pulsos de freqüência e transformada de Fourrier. As amostras para análise foram dissolvidas em acetona-d6 ou em CDCl3, tendo TMS como referência interna e colocada em tubo de 5 mm de diâmetro.

Os espectros de massas foram registrados em AutoSpecQ EI + Magnet Bpm: 55, existente no Núcleo de Produtos Naturais (NPPN) da UFRJ.

Material vegetal. As flores de Stiffitia chrysantha de um especimem coletado no campus da UEL (Universidade Estadual de Londrina) foram submetidas a secagem em estufa a 60oC. O material seco (267 g) foi exaustivamente extraído com etanol 95% resultando em 130,99 g de extrato bruto.

Isolamento da mistura de 1 e 2. O extrato bruto foi fracionado por meio de cromatografia em coluna, utilizando-se Sílica-Gel 60 e eluentes em polaridades crescentes (diclorometano e acetato de etila), com estes solventes foram eluídas 554 frações de 500 ml cada. A análise das frações por cromatrografia em camada delgada revelou que as frações de 3 a 449 eram análogas. Após destilação do solvente destas frações, obteve-se um sólido amarelo (p.f 278-280oC).

Isolamento da flavanona 3. As frações 1 e 2 apresentaram-se como um solido vermelho após evaporação do solvente (p.f. 278-280oC). Nesta amostra foi identificado o Eriodctiol.

Isolamento do esteróide 4. As frações de 500-554 foram reunidas com base em análise por cromatografia em camada delgada e forneceu um precipitado branco após a evaporação do solvente (p.f. 295-300oC).

Acetato da mistura de 1 + 2 e das amostras 3 e 4. A mistura dos componentes 1 + 2 (116,7mg) e das amostras 3 (20,7 mg) e 4 (100mg), foram acetiladas com anidrido acético (2,0 ml) na presença de piridina (1,0 ml) a temperatura ambiente. Após 24 horas, as amostras foram submetidas ao tratamento usual de extração: H2O, HCl (5%), e secagem com Na2SO4 fornecendo assim os derivados acetilados 1a+2a, 3a e 4a. Estes derivados foram identificados através da análise dos espectros de RMN de 1H.

Derivado metilado da mistura de 1 e 2 e da amostra 3. A metilação destas amostras foi realizada utilizando-se diazometano. Este reagente foi preparado usando Diazald em éter e KOH alcoólico em banho-maria (40oC) seguido de destilação para fornecer a solução etérea do diazometano. Após adição do reagente o produto foi submetido a uma partição com hexano e clorofórmio. As fases clorofórmicas que continham os derivados foram concentradas em evaporador rotatório e os produtos secos em pistola de secagem Abder-Haldem forneceram 1b+2b (8,0mg) e 3b (3,0 mg). Estes produtos foram identificados através da análise dos espectros de RMN de 1H.

 

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem ao CNPq e CAPES pelo apoio financeiro e pelas bolsas concedidas.

 

REFERÊNCIAS

1. Barroso, G. M.; Sistemática de Angiospermas do Brasil. UFV-MG, 1986; 3, 237-239 e 249.

2. Corrêa, M. P.; Dicionário de Plantas úteis do Brasil e das Exóticas Cultivadas. Ministério da Agricultura; Instituto Brasileiro de Desenvolvimento Florestal, 1984, 5, 588.

3. Buckingham, J.; Dictionary of Natural Products; Chapaman & Hall; London, 1993.

4. Harbone, J. B.; Introducción a la Bioquímica Ecológica; 1 ed.; Alhambra; Inc. Spain, 1985; 47.

5. Vivian, C.; Elliot, M.; Jeffrey, H.; Plant Flavonoids in Biology and Medicine; Alan R. Liss; Inc. New York, 1987, 23, 8.

6. Ashendel, C. L.; Staller, J. M.; Boutwell, R. K.; Cancer Res. 1983; 43, 4333.

7. Agrawal, P. K.; Carbon-13 NMR of Flavonóides 1989; 103, 135 e155.

8. Carvalho, M. G. de, Braz-Filho, R.; Quím. Nova 1993, 16, 89.

9. Dutra, N. N.; Alves, H. M.; Carvalho, M. G. de; Braz-Filho, R.; Quím. Nova 1981, 15,10.

10. Itoh, T.; Yoshida, K.; Tamura, T.; Matsumoto, T.; Phytochemistry 1982, 21, 727.

11. Chaubasia, N.; Wichtt, M.; J. Nat. Prod. 1987, 50, 881.

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