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Acta Botanica Brasilica

Print version ISSN 0102-3306On-line version ISSN 1677-941X

Acta Bot. Bras. vol.22 no.2 São Paulo Apr./June 2008

https://doi.org/10.1590/S0102-33062008000200027 

Hyphomycetes (fungos conidiais) associados a briófitas em decomposição

 

Hyphomycetes (conidial fungi) associated with decomposing bryophytes

 

 

Rosely Ana Piccolo Grandi1; Priscila da Silva1; Daniel Moreira Vital

Instituto de Botânica, C. Postal 3005, 01061-970 São Paulo, SP, Brasil

 

 


RESUMO

Com o objetivo de verificar quais Hyphomycetes participam da decomposição de briófitas, foram feitas coletas esporádicas de exemplares das plantas no Instituto de Botânica, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP e na Reserva Biológica de Paranapiacaba, Santo André, SP, de setembro/2001 a fevereiro/2006. Foram coletadas oito espécies de briófitas e aplicada a técnica da lavagem sucessiva de substratos para isolamento dos fungos. Foram identificados 17 táxons de Hyphomycetes. Os fungos obtidos já foram encontrados no folhedo de várias plantas vasculares mas estão sendo referidos, no Brasil, pela primeira vez sobre briófitas. Merece destaque o isolamento de Arthrobotrys oligospora Fresen. e Monacrosporium aphrobrochum (Drechsler) Subram., que apresentam estruturas para aprisionar nematóides, mostrando que em briófitas em decomposição ocorrem representantes de fungos conidiais predadores de nematóides.

Palavras-chave: fungos do folhedo, diversidade, Brasil


ABSTRACT

Bryophyte specimens were collected occasionally at the Botanical Institute, Fontes do Ipiranga State Park, São Paulo, SP and Paranapiacaba Biological Reserve, Santo André, SP, from September 2001 to February 2006, aiming to verify which Hyphomycetes take part in bryophyte decomposition. Eight species of bryophytes were collected and the technique of successive washing was applied to plant material to isolate the fungi. Seventeen taxa of Hyphomycetes were isolated. These fungi were previously recorded on leaf litter of vascular plants but this is the first time they are reported on bryophytes in Brazil. It is relevant to note that Arthrobotrys oligospora Fresen. and Monacrosporium aphrobrochum (Drechsler) Subram. were isolated and these fungi have structures to capture nematodes, showing that nematode predatory conidial fungi can occur on dead bryophytes.

Key words: litter microfungi, diversity, Brazil


 

 

Introdução

A serapilheira constitui-se de camada orgânica morta onde predominam folhas em decomposição. Essas folhas originam-se principalmente das angiospermas, e sob vários aspectos, tem sido mais estudadas do que de outros grupos vegetais. No Brasil, e especialmente para o Estado de São Paulo, foi abordada a taxonomia de fungos conidiais sobre folhas em decomposição de Alchornea triplinervia (Spreng.) Müll. Arg., Cedrela fissilis Vell., Euterpe edulis Mart., Miconia cabussu Hoehne e Tibouchina pulchra Cogn., e seus resultados sintetizados em Grandi & Gusmão (2002). Recentemente, o folhedo de Caesalpinia echinata Lam. (pau-brasil) foi estudado, obtendo-se 46 fungos conidiais decompositores (Grandi & Silva 2003; 2006).

Briófitas são plantas avasculares que habitam lugares úmidos em vários tipos de formações vegetais colonizando troncos, raízes expostas, solo, barrancos, rochas e outros hábitats (Gradstein et al. 2001). Suas partes mortas fazem parte da serapilheira ou se incorporam a esta, estando sujeitas à degradação por microrganismos e colonização por fungos.

Representantes de todos os grupos de fungos já foram relacionados em associação a briófitas, vivas ou mortas, em diversos ecossistemas e diferentes regiões do mundo, incluindo discussão sobre parasitismo (Coker 1966; Prior 1966; Bowen 1968; Ellis 1971; Singh & Pavgi 1979; Redhead 1981; Felix 1988; Tsuneda et al. 2000; Tosi et al. 2002; Jakucs et al. 2003; Döbbeler 2006). No entanto, a atividade decompositora dos fungos conidiais foi destacada principalmente nas pesquisas com Sphagnum, briófita mais estudada nesse aspecto (Coker 1966; Dickinson & Maggs 1974; Tsuneda et al. 2000; 2001).

Este trabalho apresenta o levantamento de Hyphomycetes decompositores de algumas briófitas, sendo pioneiro nesse aspecto para o Brasil.

 

Material e métodos

Coletas esporádicas de exemplares de briófitas foram feitas de setembro/2001 a fevereiro/2006 na sede do Instituto de Botânica, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI), (23º39'S e 46º37'W), São Paulo, SP e na Reserva Biológica de Paranapiacaba (RBP), (23º46'S e 46º18'W), Santo André, SP (Clauset & Soares 1999). No PEFI foram coletadas Anthoceros punctatus L., Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., Lunularia cruciata (L.) Dumort., Marchantia polymorpha L., Plagiochila micropterys Gottsche, Pyrrhobryum spiniforme (Hedw.) Mitt. e Rhynchostegium sellowii (Hornsch.) Jaeg. e na RBP Atrichum androgynum, Pyrrhobryum spiniforme e Sphagnum sp. Exemplares íntegros das briófitas foram utilizados para identificação em nível específico enquanto que as partes marrons, em decomposição, foram divididas manualmente, lavadas com água corrente e colocadas em frascos Wheaton. Após essa etapa, todas as amostras passaram pela técnica da lavagem sucessiva de substratos de plantas, para retirada de bactérias, algas, solo e pequenos animais que prejudicam o desenvolvimento de fungos. Essa técnica consiste, resumidamente, na lavagem dos substratos com água destilada esterilizada por 10 vezes, dentro dos frascos Wheaton, e colocação de pequenos detritos, de aproximadamente 5 mm de comprimento, em câmaras-úmidas (placas de Petri de 9 cm de diâm., com papel de filtro umedecido). Para cada briófita coletada foram feitas duas câmaras-úmidas. Essa técnica está detalhadamente descrita em Grandi & Gusmão (1998). As placas foram deixadas no laboratório, em temperatura ambiente, e observadas quanto ao aparecimento de fungos por até dois meses.

Os fungos foram retirados com estiletes ou agulhas finas, em estereomicroscópio, e transferidos diretamente para lâminas com resina de montagem PVL (álcool polivinílico + ácido lático + fenol) ou PVL + azul de algodão (Trappe & Schenck 1982). Os Hyphomycetes foram identificados pelos caracteres morfológicos e comparação com a literatura especializada para cada táxon. Lâminas dos espécimes identificados foram incluídas no Herbário " Maria Eneyda P. Kauffmann Fidalgo" (SP). Nomes dos autores das espécies de fungos estão de acordo com Kirk & Cooper (2005).

 

Resultados e discussão

Alternaria alternata (Fr.) Keissl., Beih. Bot. Zbl. 29: 434. 1912.

Basiônimo: Torula alternata Fr., Syst. mycol. 3: 500. 1832.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Simmons (1990; 1995), Grandi et al. (1995).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380723).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Ellis 1971).

Espécie muito comum sobre vários substratos, encontrada em todas as formações vegetais no Brasil. Atua como sapróbia, mas também há muitos isolamentos a partir de plantas vivas ou sementes, causando doenças (Rotem 1998).

Arthrobotrys oligospora Fresen., Beitr. Mykol. 1: 18. 1850.

Descrições e ilustrações: Drechsler (1937), Haard (1968), Domsch et al. (1993).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380931).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Domsch et al. 1993).

Dentro do gênero, é a espécie isolada com maior freqüência, em vários tipos de solo e em todos os continentes (Domsch et al. 1993). Sapróbia, foi isolada de musgos (Domsch et al. 1993) e de Miconia cabussu Hoehne (Gusmão et al. 2001). Sua atuação como predadora de nematóides é bem conhecida (Domsch et al. 1993; Saumell et al. 2000).

Bipolaris cf. cynodontis (Marignoni) Shoemaker, Can. J. Bot. 37: 883. 1959.

Basiônimo: Helminthosporium cynodontis Marignoni, Micromiceti di Schio, Schio, p. 27. 1909.

Descrições e ilustrações: Ellis [1971, como Drechslera cynodontis (Marignoni) Subram. & Jain], Matsushima (1971), Matsushima [1975, como Drechslera cynodontis (Marignoni) Subram. & Jain].

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380932).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Ellis 1971; Nelson 1964).

Nenhuma das chaves consultadas apresentou alternativa conclusiva para o táxon em questão (Ellis 1971; 1976; Muchovej et al. 1988). O gênero tem grande importância na área da Fitopatologia sendo B. cynodontis registrada em associação principalmente com gramíneas (Muchovej et al. 1988; Mendes et al. 1998).

Camposporium antennatum Harkn., Bull. Calif. Acad. Sci. 1: 37. 1884.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Grandi et al. (1995).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380733).

Distribuição geográfica: encontrada em países de clima temperado e tropical, tendendo a ser cosmopolita (Grandi 2004).

Camposporium antennatum ocorre sobre muitos substratos de origem vegetal em decomposição, no solo ou em ambientes aquáticos (Bhat & Chien 1990; Goh 1997).

Cladosporium oxysporum Berk. & M.A Curt., J. Linn. Soc. Lond. Bot. 10: 362. 1868.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), McKemy & Morgan-Jones (1991), Grandi (1998).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos em decomposição de Anthoceros punctatus L., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380933).

Distribuição geográfica: amplamente distribuído em regiões tropicais e subtropicais (McKemy & Morgan-Jones 1991).

Cladosporium oxysporum foi encontrada no folhedo de várias plantas, incluindo pau-brasil (Grandi 1998; 2004; Grandi et al. 1995; Grandi & Gusmão 2002; Grandi & Silva 2006).

Curvularia pallescens Boedijn, Bull. Jard. bot. Buitenz. Sér. 3, 13: 127. 1933.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Freire et al. (1998).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos em decomposição de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380934).

Distribuição geográfica: amplamente distribuída nos trópicos e subtrópicos (Ellis 1971; Freire et al. 1998).

Curvularia pallescens é conhecida no Brasil desde a década de 50 (Silva & Minter 1995). Atua como sapróbia, mas pode ser isolada a partir de manchas foliares em plantas vivas de importância econômica para o homem (Mendes et al. 1998).

Epicoccum nigrum Link, Mag. Ges. naturf. Fr. Berl. 7: 32. 1815.

Descrições e ilustrações: (Schol-Schwarz 1959; Ellis 1971; Grandi 1985).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380724).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Schol-Schwarz 1959; Ellis 1971).

Epicoccum nigrum é encontrada em todos os continentes e isolada de inúmeros substratos vegetais vivos ou em decomposição, do solo, de lesões vegetais e do ar (Grandi 1998; 2004). Conhecida no Brasil desde a década de 40 (Grandi 1985).

Humicola grisea Traaen, Nyt Mag. Naturvid. 52: 34. 1914.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Grandi (1990; 1998), Grandi & Gusmão (1996).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 3/XII/2001, R.A.P. Grandi & D.M. Vital s.n. (SP380935).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Ellis 1971).

Muito comum na serapilheira, esta espécie pode ser isolada do solo ou mais freqüentemente de detritos vegetais (Grandi 1998; Grandi & Gusmão 1996). No Estado de São Paulo foi isolada pela primeira vez por Grandi (1990), mas no Brasil a espécie já era conhecida, na região Nordeste, desde a década de 60 (Silva & Minter 1995).

Monacrosporium aphrobrochum (Drechsler) Subram., J. Indian Bot. Soc. 42: 293. 1963.

Basiônimo: Dactylella aphrobrocha Drechsler, Mycologia 42: 20, 1950.

Descrições e ilustrações: Drechsler (1950, como Dactylella aphrobrocha).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380936).

Distribuição geográfica: Brasil (Saumell et al. 2000), Estados Unidos da América (Drechsler 1950), Peru (Matsushima 1993).

Monacrosporium é referido como predador de nematóides (Liu & Zhang 1994). Encontrado abundantemente nos solos e sobre folhedo em decomposição, está amplamente distribuído (Kirk et al. 2001). Esta e outras espécies do gênero foram relatadas no Brasil, em pesquisas visando o controle de nematóides (Dalla Pria et al. 1991; Saumell et al. 2000).

Myrothecium roridum Tode : Fr., Syst. mycol. 3: 217. 1829.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Domsch et al. (1993).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380937).

Distribuição geográfica: cosmopolita (Domsch et al. 1993).

Espécie encontrada em vários tipos de solo, material vegetal em decomposição e sobre plantas de importância econômica, em várias partes do mundo inclusive no Brasil (Domsch et al. 1993; Silva & Minter 1995).

Pithomyces maydicus (Sacc.) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 76: 15. 1960.

Basiônimo: Clasterosporium maydicum Sacc., Nuovo Giorn. Bot. Ital. 23: 213. 1916.

Descrições e ilustrações: Ellis (1971), Matsushima (1975).

Material examinado: BRASIL.São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre talos mortos de Lunularia cruciata (L.) Dumort., 13/X/2005, R.A.P. Grandi, P. Silva & D.M. Vital s.n. (SP380938).

Distribuição geográfica: amplamente distribuído nas regiões tropicais e subtropicais; possivelmente cosmopolita (Grandi 2004).

Espécie encontrada no solo e folhedo de várias plantas (Ellis 1971; Matsushima 1975; Grandi 2004). No Brasil há mais registros dessa espécie sobre plantas cultivadas, sementes e forrageiras, causando problemas fitopatológicos (Grandi 1991; Mendes et al. 1998).

Ramichloridium apiculatum (J.H. Miller, Giddens & A.A. Foster) de Hoog, Stud. Mycol. 15: 69. 1977.

Basiônimo: Chloridium apiculatum J.H. Miller, Giddens & A.A. Foster, Mycologia 49: 789. 1957.

Descrições e ilustrações: Miller et al. (1957, como Chloridium apiculatum J.H. Miller, Giddens & A.A. Foster), Ellis (1976) e Grandi (1999), ambos como Veronaea apiculata (J.H. Miller, Giddens & A.A. Foster) M.B. Ellis.

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de São Paulo, Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, Instituto de Botânica, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 3/XII/2001, R.A.P. Grandi & D.M. Vital s.n. (SP380722).

Distribuição geográfica: amplamente distribuído (Partridge et al. 2000).

Rhinocladiella cristaspora Matsush., Microfungi of the Solomon Islands and Papua-New Guinea, Kobe, p. 49. 1971.

Descrições e ilustrações: Matsushima (1971), Grandi & Gusmão (2002).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380939).

Distribuição geográfica: Brasil, Cuba, Espanha, Índia, Japão, Papua-Nova Guiné, Peru, Taiwan, Tanzânia, Venezuela (Grandi & Gusmão 2002).

Comum na serapilheira, a espécie é encontrada no folhedo de várias plantas (Matsushima 1971; 1975; Grandi & Gusmão 2002) estando amplamente distribuída.

Thozetella cristata Piroz. & Hodges, Can. J. Bot. 51: 168. 1973.

Descrições e ilustrações: Pirozynski & Hodges Junior (1973), Grandi & Attili (1996), Gusmão & Grandi (1997).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380940).

Distribuição geográfica: encontrada em países de clima temperado e tropical (Grandi & Gusmão 2002).

Espécies do gênero Thozetella são características da serapilheira. No Brasil, Thozetella cristata foi isolada principalmente no Estado de São Paulo (Grandi 2004; Grandi & Atilli 1996; Grandi & Gusmão 2002; Gusmão & Grandi 1997; Gusmão et al. 2001) e na Bahia (Gusmão, comunicação pessoal).

Thozetella cubensis R.F. Castañeda & G.R.W. Arnold, Rev. Jard. Bot. Nac. 6: 51. 1985.

Descrições e ilustrações: Castañeda Ruiz & Arnold (1985), Gusmão & Grandi (1997).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380941).

Distribuição geográfica: espécie isolada no Brasil, Cuba e México tendo, até o momento, distribuição tropical (Grandi 2004).

Thozetella cubensis foi anteriormente referida no Estado de São Paulo (Grandi 2004; Grandi & Silva 2006; Gusmão & Grandi 1997; Gusmão et al. 2001) e na Bahia (Gusmão, comunicação pessoal).

Thozetella havanensis R.F. Castañeda, Rev. Jard. Bot. Nac. 5(1): 69. 1984.

Descrições e ilustrações: Castañeda Ruiz (1984), Grandi et al. (1995).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380942).

Distribuição geográfica: Brasil, Cuba (Grandi et al. 1995) e Nigéria (Calduch et al. 2002); o táxon tem, até o momento, distribuição tropical.

Das três espécies de Thozetella isoladas esta é a de menor ocorrência. A espécie foi identificada, pela primeira vez no Brasil, no Estado de São Paulo (Grandi et al. 1995).

Venustusynnema ciliata (R.F. Castañeda, G.R.W. Arnold & A.G. Guerra) R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ. Waterloo Biol. Ser. 32: 45. 1990.

Basiônimo: Saccardaea ciliata R.F. Castañeda, G.R.W. Arnold & A.G. Guerra, Rev. Jard. Bot. Nac. 4(3): 28. 1983.

Descrições e ilustrações: Castañeda Ruiz & Kendrick (1990), Grandi & Gusmão (2002).

Material examinado: BRASIL. São Paulo: município de Santo André, Reserva Biológica de Paranapiacaba, sobre filídios mortos de Atrichum androgynum (Müll. Hal.) Jaeg., 17/II/2005, P. Silva s.n. (SP380732).

Distribuição geográfica: Brasil (Grandi 2004; Grandi & Gusmão 2002) e Cuba (Castañeda Ruiz & Kendrick 1990).

Venustusynnema ciliata foi encontrada, no Estado de São Paulo, no folhedo de várias plantas (Grandi 2004; Grandi & Gusmão 1996; 2002; Grandi & Silva 2006).

A técnica empregada neste levantamento também é utilizada para isolamento de Hyphomycetes decompositores em plantas vasculares e tem contribuído para o conhecimento da diversidade desse grupo de fungos (Grandi & Gusmão 1998; 2002; Grandi & Silva 2006). No caso das briófitas, o aparecimento dos fungos nos detritos foi mais demorado. Para o folhedo de A. triplinervia (Grandi 1998; Grandi & Attili 1996), C. echinata (Grandi & Silva 2003; 2006) e E. edulis (Grandi 1999) uma semana de plaqueamento foi suficiente para início do aparecimento dos fungos enquanto que no presente estudo os detritos apresentaram-se até um mês sem fungos e a partir daí foi iniciado o desenvolvimento de hifas e depois o aparecimento de estruturas de reprodução. Sobre Atrichum androgynum e Lunularia cruciata ocorreram muitos Hyphomycetes enquanto que sobre Rhynchostegium sellowii e Sphagnum sp. não houve crescimento de fungos.

Felix (1988), em trabalho de revisão, listou muitas hepáticas e musgos e os fungos associados, sendo ascomicetos o grupo com maior número de espécies. Este autor mencionou Marchantia polymorfa e três fungos relacionados, dois ascomicetos (Didymosphaeria marchantiae Starback e Octospora ithacaensis (Rehm) K.B. Khare) e um quitridiomiceto (Synchytrium macrosporum Karling). Sobre essa hepática foi obtida apenas Myrothecium roridum.

No presente levantamento foram encontrados 17 táxons de Hyphomycetes sendo 15 com estruturas de reprodução escuras e dois com estruturas hialinas (Arthrobotrys oligospora e Monacrosporium aphrobrochum). A predominância de Hyphomycetes escuros no folhedo de angiospermas tem sido constantemente verificada no Brasil (Grandi 1990; 1991; 1998; 1999; 2004; Grandi & Attili 1996; Grandi & Gusmão 1996; 2002; Grandi et al. 1995; Grandi & Silva 2006; Gusmão 2003; Gusmão et al. 2001) e em outros países (Kirk 1982; Arambarri & Spinedi 1984; Heredia et al. 1995; 2006; McKenzie & Hyde 1997). Os resultados obtidos com briófitas são semelhantes, uma vez que 88,3% dos fungos obtidos têm estruturas de reprodução escuras.

A obtenção de A. oligospora e M. aphrobrochum, fungos que possuem no micélio estruturas especializadas para capturar nematóides, vem de encontro às observações de Duddington (1951) que obteve oito espécies de fungos predadores de nematóides, incluindo A. oligospora, associados a briófitas coletadas em Devon, Inglaterra. Suas considerações ecológicas sobre essa associação são importantes para estimular trabalhos de levantamento uma vez que as briófitas oferecem hábitat adequado para o desenvolvimento desse grupo de fungos, como umidade, proximidade do solo e riqueza de pequenos animais que procuram abrigo nessas plantas. Da mesma forma, Felix (1988) relatou vários microambientes proporcionados pelas briófitas que poderiam ser explorados para análise dos fungos associados contribuindo, primeiramente, para o aumento do conhecimento sobre a biodiversidade e, em etapas seguintes, da atuação dos fungos na associação.

Desse modo, a constatação de Hyphomycetes que são comuns em outros substratos vegetais em decomposição demonstra a sua capacidade de colonizar e decompor também as briófitas, sendo esses fungos sapróbios por excelência.

 

Agradecimentos

Os autores agradecem a Marina Capelari, Instituto de Botânica, SP, pelo uso de equipamentos ópticos para identificação dos fungos; a Aníbal Alves de Carvalho Júnior, Jardim Botânico do Rio de Janeiro, RJ, pelo fornecimento de literatura importante para este trabalho. A segunda autora agradece ao Programa de Pós-Graduação em Biodiversidade Vegetal e Meio Ambiente.

 

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Recebido em 24/08/2006. Aceito em 22/08/2007

 

 

1 Autores para correspondência: rapgrandi@uol.com.br; silva_pri@yahoo.com.br

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