Detecção e quantificação de bactérias resistentes aos antibióticos ampicilina e cloranfenicol em estações de tratamento de esgoto doméstico

Detection and quantification of bacteria resistant to ampicillin and chloranphenicol in domestic sewage treatment plants

RESUMO

Estações de tratamento de esgotos (ETEs) estão entre as principais fontes de disseminação de bactérias resistentes a antibióticos (BRAs) e genes de resistência (GRAs) no ambiente. Este trabalho quantificou a ocorrência de bactérias resistentes aos antibióticos ampicilina e cloranfenicol no esgoto bruto (EB), no efluente tratado (ET) e no lodo de duas ETEs em escala plena por um período de nove meses. As unidades investigadas utilizavam os seguintes sistemas de tratamento: ETE-A, sistema de lodos ativados convencional; e a ETE-B, reatores anaeróbios (UASB) seguidos de filtros biológicos percoladores (FBP). Os resultados evidenciaram que a ETE-A foi mais eficiente na redução das concentrações de bactérias resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol (cerca de 1,1 e 0,7 log₁₀UFC.mL⁻¹ de remoção, respectivamente), quando comparada com a ETE-B (0,5log₁₀ UFC.mL⁻¹ de remoção para as bactérias resistentes ao cloranfenicol e nenhuma remoção para as resistentes à ampicilina). As amostras de lodo, de ambas ETEs, apresentaram elevadas concentrações de bactérias heterotróficas totais — BHTs (4,8–7,6 log₁₀UFC.mL⁻¹) e de BRAs (3,0–6,3 log₁₀UFC.mL⁻¹). A maioria das cepas resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol isoladas foi identificada como sendo da família Enterobacteriaceae. Algumas das espécies identificadas são bactérias potencialmente patogênicas, tais como: Klebsiella pneumoniae, Aeromonas hydrophila, Escherichia coli, Enterococcus faecium, Salmonella spp. Os resultados chamam a atenção para a disseminação de BRAs, potencialmente patogênicas, no meio ambiente a partir do efluente final (proveniente do tratamento secundário) das ETEs, independentemente do tipo de sistema adotado. Fica evidente que para reduzir significativamente a concentração das BRAs no ET, este deveria passar por tratamento adicional e desinfecção.

Palavras-chave:
ampicilina; cloranfenicol; bactérias cultiváveis; resistência a antibiótico; estação de tratamento de esgoto

ABSTRACT

Sewage treatment plants (STP) are among the main sources of dissemination of antibiotic-resistant bacteria (ARB) and antibiotic-resistance genes (ARG) into the environment. This work quantified the occurrence of cultivable ampicilin-resistant and chloramphenicol-resistant bacteria in raw sewage, treated effluent and sludge samples from two full-scale STP over nine months. The STP investigated used the following treatment systems: STP-A used conventional activated sludge system; and STP-B, anaerobic reactors (UASB) followed by percolating biological filters (PBF). Results showed that was more efficient in reducing the concentrations of ampicilin- and chloramphenicol-resistant bacteria (around 1.1 and 0.7 log₁₀UFC.mL⁻¹, respectively) when compared to STP-B (0.5 log₁₀ UFC.mL⁻¹ removal of cloramphenicol-resistant bacteria and no-removal of ampicilin-resistant bacteria). Sludge samples, from both STP, showed high concentrations of total heterotrophic bacteria (THB; 4.8–7.6 log₁₀UFC.mL⁻¹) and ARB (3.0–6.3 log₁₀UFC.mL⁻¹). Most of the isolated ampicilin- and chloramphenicol-resistant strains were identified as members of the Enterobacteriaceae family. Some of the identified species are potential pathogenic bacteria, such as Klebsiella pneumoniae, Aeromonas hydrophila, Escherichia coli, Enterococcus faecium, Salmonella spp. These results call attention to the spread of ARB, potentially pathogenic, in the environment from the final effluent (from secondary effluent) on the STP, regardless of the type of system adopted. It is evident that in order to significantly reduce the concentration of ARB in the treated effluent, it should undergo additional treatment and disinfection.

Keywords:
ampicillin; chloramphenicol; cultivable bacteria; antibiotic resistance; sewage treatment plant

INTRODUÇÃO

Uma das maiores preocupações em saúde pública no mundo é a resistência aos antimicrobianos. Estes estão sendo usados indiscriminadamente e têm se tornado pouco eficientes, o que faz com que seja cada vez mais difícil tratar um número crescente de infecções (ANVISA, 2017). Os antimicrobianos são compostos naturais ou sintéticos utilizados para melhorar a saúde humana, animal e vegetal, bem como prevenir e tratar infecções causadas por bactérias patogênicas em humanos e animais (BOUKI; VENIERI; DIAMADOPOULOS, 2013).

No Brasil, o consumo de antimicrobianos e o cenário da resistência que eles vêm induzindo preocupam. De acordo com dados do Sistema de Acompanhamento de Mercado de Medicamentos (SAMMED), em 2015, quase 73 milhões de embalagens de antimicrobianos foram comercializadas pela indústria farmacêutica. Apesar de não haver tendência de aumento na venda de antimicrobianos para a saúde humana, preocupa o fato de que a comercialização desses medicamentos também não diminuiu (ANVISA, 2017).

Os antimicrobianos e seus metabólitos chegam ao meio ambiente por diversas rotas, sendo os esgotos (doméstico e hospitalar) e os efluentes das estações de tratamento de esgotos (ETEs) as principais fontes de contaminação. Esses resíduos químicos podem interferir diretamente na ecologia microbiana, selecionando bactérias resistentes, aumentando a variabilidade genética e fenotípica, afetando a formação de biofilmes e a expressão gênica entre populações bacterianas (CAIRNS et al., 2018). Tais efeitos podem modificar as interações competitivas das espécies e, com isso, o funcionamento e a estrutura das comunidades microbianas (BAQUERO; MARTÍNEZ; CANTÓN, 2008; BOUKI; VENIERI; DIAMADOPOULOS, 2013).

Diferenças nos tratamentos adotados nas ETEs podem influenciar a remoção das bactérias resistentes a antibióticos (BRAs) e genes de resistência (GRAs) das águas residuárias (BOUKI; VENIERI; DIAMADOPOULOS, 2013). No Brasil, foram realizadas diversas pesquisas sobre o papel das ETEs na remoção de matéria orgânica e outros poluentes (AQUINO; BRANDT; CHERNICHARO, 2013; FLORIPES et al., 2018). Existem ainda trabalhos sobre a composição e a função da microbiota presente em etapa específica do tratamento (MAC CONELL et al., 2013). Entretanto, pesquisas sobre o papel das ETEs na disseminação e/ou remoção das BRAs e GRAs são raras no Brasil. A maioria dos estudos investigou esgoto hospitalar e/ou fez isolamento de um grupo específico de bactérias, além de pesquisar patógenos resistentes (ABREU et al., 2010; LOPES et al., 2016; OLIVEIRA, 2011; PICÃO et al., 2013; PRADO, 2007).

Diversos autores relataram que os efluentes das ETEs estão entre as principais fontes de disseminação de antibióticos, BRAs e GRAs para o meio ambiente; e as ETEs são consideradas verdadeiros hot spots de elementos de resistência (GAO; MUNIR; XAGORARAKI, 2012; LAHT, et al., 2014; RIZZO et al., 2013; YUAN; GUO; YANG, 2015; ZHANG et al., 2015; NOVO et al., 2013; NOVO; MANAIA, 2010). Isso se deve ao fato de que as bactérias são continuamente misturadas aos antibióticos presentes no esgoto e, mesmo em concentrações subinibitórias, estes exercem efeito de pressão seletiva (BOUKI; VENIERI; DIAMADOPOULOS, 2013; CAIRNS et al., 2018).

As pesquisas por BRAs e GRAs circulando no meio ambiente, principalmente a partir do lançamento de efluentes de ETEs, têm ganhado destaque no meio científico (HUANG et al., 2012; RIZZO et al., 2013; ZHANG et al., 2015). Não obstante, no Brasil não existem estudos sobre a ocorrência e a remoção das BRAs e de GRAs em ETEs em escala plena, tampouco sobre a eficiência dos processos de tratamento na redução das concentrações de BRAs e GRAs no efluente tratado (ET). Portanto, os objetivos deste trabalho foram: identificar e quantificar a ocorrência de bactérias totais cultiváveis e resistentes aos antibióticos ampicilina e cloranfenicol no esgoto bruto (EB), no ET e no lodo de duas ETEs, em escala plena, que utilizam diferentes processos biológicos de tratamento.

MATERIAL E MÉTODOS

Estações de tratamento investigadas e coleta de amostras

Neste trabalho foram investigadas duas ETEs, escala plena, situadas na Região Metropolitana de Belo Horizonte. A ETE-A utilizava sistema de lodos ativados convencional, enquanto a ETE-B utilizava reatores UASB seguidos de filtros biológicos percoladores. As principais características das ETEs investigadas são apresentadas na Tabela 1.

Tabela 1
Características das estações de tratamento de esgotos avaliadas neste trabalho.

ETE	A	B
Tipo de esgoto	Doméstico	Doméstico
Processo de tratamento	Lodos ativados convencional	Reatores UASB + FBP
Vazão média (m3)	2,42	1,62
TDH (hora)	9	12
População atendida (hab.)	1.500.000	1.200.000
Temp. °C EB	24,4 ± 1,3	24,6 ± 1,7
Temp. °C ET	25,0 ± 1,4	23,9 ± 1,8
pH EB	7,4 ± 0,3	7,7 ± 0,4
pH ET	7,2 ± 0,3	7,6 ± 0,2
SST- EB mg.L−1	245,1 ± 64,3	332,4 ± 137,0
SST- ET mg.L−1	91,0 ± 44,2	48,6 ± 21,4
Eficiência de remoção SST (%)	61,94	84,7
DBO-EB mg.L−1	199,82 ± 35,2	192,4 ± 55,7
DBO-ET mg.L−1	65,3 ± 31,4	30,8 ± 12,5
Eficiência de remoção DBO (%)	66,73	84,2
DQO-EB mg.L−1	503,5 ± 100,9	594,9 ± 245,2
DQO-ET mg.L−1	140,7 ± 63,9	138,9 ± 63,6
Eficiência de remoção DQO (%)	71,57	76,9
Escherichia coli EB (NMP.100.mL−1)	5,5×107 ± 5,1×107	3,0×109 ± 2,2×109
Escherichia coli ET (NMP.100.mL−1)	1,3×106 ± 2,8×106	7,5×108 ± 4,4×108

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  Dados de monitoramento das estações de tratamento de esgoto fornecidos pela concessionária local (valores médios do período de agosto/2017 a abril/2018 ± desvio padrão); TDH: tempo de detenção hidráulica; ETE: estação de tratamento de esgoto; Temp.: temperatura; EB: esgoto bruto; ET: efluente tratado; SST: sólidos suspensos totais; DBO: demanda biológica de oxigênio; DQO: demanda química de oxigênio.

Amostras de EB, ET e lodo provenientes das duas ETEs foram coletadas mensalmente, no período de agosto de 2017 a abril de 2018. Para o EB e o ET, cerca de 4 a 5 L de amostras compostas (durante 24 horas) foram coletadas. Em ambas as ETEs, o efluente final tratado foi coletado na saída do decantador secundário. No caso das amostras de lodo, foram coletados 10 g. Na ETE-A, o lodo foi coletado após etapa de digestão anaeróbia e centrifugação. Na ETE-B, o lodo excedente dos reatores UASB foi coletado após a etapa de centrifugação.

Todas as amostras foram armazenadas em recipientes estéreis (frascos de polipropileno), identificadas e acondicionadas em caixas de isopor (com gelo) e, em seguida, transportadas ao Laboratório de Microbiologia do Departamento de Engenharia Sanitária e Ambiental da Universidade Federal de Minas Gerais (UFMG).

Análises microbiológicas e moleculares para determinação das bactérias heterotróficas totais cultiváveis e bactérias resistentes a antibióticos

Bactérias heterotróficas totais cultiváveis e bactérias resistentes a antibióticos

Isolamento e quantificação

No laboratório, as amostras foram diluídas em série e 0,1 mL da maior diluição foi aplicado na placa (por spread plate) em meio de cultivo. Para a determinação das bactérias heterotróficas totais (BHTs) cultiváveis, utilizou-se o meio Plate Count Agar (PCA, KASVI) sem antibiótico (APHA, 1998). Para a determinação da concentração de BRAs, foi utilizado o meio PCA suplementado com um dos antibióticos testados: 32,0 mg.L⁻¹ de ampicilina e 32,0 mg.L⁻¹ de cloranfenicol. Após a inoculação, as placas foram incubadas a 37°C durante 48 horas e, em seguida, a 27°C por mais 5 dias (BROOKS et al., 2007; MUNIR; WONG; XAGORARAKI, 2011). Após essa etapa foram realizadas as contagens das unidades formadoras de colônia (UFC) por placa. Todas as determinações foram realizadas em duplicata.

Após contagem dos isolados de BHTs e BRAs, cerca de cinco colônias foram selecionadas para posterior extração de DNA e identificação taxonômica.

Extração de DNA

O DNA total das bactérias isoladas (BHTs e BRAs) foi extraído segundo o protocolo de Takeuchi et al. (1997) modificado. As colônias foram cultivadas em 1,0 mL de caldo Brain Heart Infusion (BHI), durante 18 horas sob agitação de 130 rpm, a temperatura de 37°C. As células foram separadas do meio por centrifugação (4.000 rpm por 20 minutos), sendo o sobrenadante descartado. Os pellets foram lavados com tampão fosfato-salino (NaCl, Na₂HPO₄, NaH₂PO₄, pH 7.2), centrifugados a 4,000 rpm por 10 minutos. O sobrenadante foi descartado, e as demais etapas de extração foram realizadas de acordo com o protocolo de Takeuchi et al. (1997).

Amplificação do DNAr 16S pela técnica da reação em cadeia da polimerase

Para amplificação do gene RNAr 16S a partir dos DNAs extraídos das BHTs e BRAs isoladas, foram utilizados os primers: 341F (5’- CCT ACG GGA GGC AGC AG – 3’) e 1492R (5’- ACG GTT ACC TTG TTA CGA CTT – 3’) (SIMMONS et al., 2004). Após extração do DNA, as reações de amplificação foram efetuadas em 50 μL de solução contendo os seguintes componentes: 25 μL de Pré-mix 2x IB (Phoneutria, Brasil), 3,0 μL BSA (soro albumina bovina) (5 μg.μL⁻¹), 18 μL de água ultrapura (Ambion, Life Technology, Frankfurt, Germany), 0,5 μL de cada primer (25 μM), e 3 μL de DNA (concentração 30 ng.μL⁻¹). A reação de amplificação foi realizada no termociclador Eppendorf Mastercycler Gradient (Eppendorf AG, Hamburg, Germany) na seguinte condição: desnaturação a 94°C por 1 minuto, anelamento a 49°C por 1 minuto, extensão a 72°C por 3 minutos durante 30 ciclos e extensão final de 7 minutos a 72°C. Os fragmentos do gene RNAr 16S amplificados foram analisados por meio de eletroforese em gel de agarose a 1,2% (Invitrogen Life Technologies, Brasil), utilizando uma alíquota do produto da PCR corado com 2,0 μL de Loading buffer (0.25% azul de bromofenol e 40% sacarose) e o padrão de peso molecular 1Kb DNA Plus Ladder (Invitrogen Life Technologies, Brasil).

Análise de restrição do DNAr 16S amplificado

A seleção dos isolados, para sequenciamento do DNA e posterior identificação taxonômica, foi feita a partir da análise do perfil de restrição (ARDRA). Essa análise se baseia na digestão do produto amplificado do gene RNAr 16S usando enzimas de restrição e posterior separação dos fragmentos em gel de agarose.

Os produtos amplificados (10 μL) foram digeridos com 0,6 μL (10 U.μL⁻¹) da enzima HaeIII (GG/CC – CC/GG – Sinapse Biotecnologia, São Paulo, SP, Brasil), 3 μL de tampão C (Sinapse Biotecnologia, São Paulo, SP, Brasil), completando com H₂O MilliQ estéril para volume final de 30 μL, por 2 horas, em banho-maria a temperatura de 37°C, de acordo com protocolo de Massol-Deya et al. (1995). A separação e visualização dos perfis de restrição foi realizada em eletroforese em gel de agarose 2,0% (Invitrogen Life Technologies, Brasil) com 10 μL desse material.

Sequenciamento e identificação taxonômica dos isolados a partir do DNAr 16S

A identificação de cada isolado selecionado foi obtida por meio do sequenciamento do gene RNAr 16S. A amplificação desse gene foi realizada utilizando os primers 341F e 1492R nas condições mencionadas anteriormente. Após amplificação, os produtos da PCR foram quantificados em gel de agarose 1,2% e posteriormente enviados para sequenciamento unidirecional na empresa Macrogen Inc. (Coreia) (em Sequenciador 3730XL). As sequências de DNA obtidas foram analisadas e editadas manualmente utilizando o programa BioEdit Sequence Alignment Editor versão 6.0.3 (Isis Pharmaceuticals, Inc.) e alinhamentos múltiplos foram realizados por intermédio do programa Clustal W. As sequências de DNA foram comparadas com aquelas disponíveis no banco de dados GenBank utilizando o programa BLAST do Centro Nacional para Informação Biotecnológica (National Center for Biotechnology Information — NCBI) (ALTSCHUL et al., 1990).

Análise estatística dos dados

Para avaliação das diferenças estatísticas entre as concentrações de BHTs e BRAs determinadas, foi utilizado o teste de comparação entre duas amostras de Mann-Whitney, com nível de significância de 5%. O software utilizado foi o Statistica 12.5 (StataSoft EUA).

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Bactérias heterotróficas totais cultiváveis e resistentes a antibióticos

Estação de tratamento A: sistema de lodos ativados convencional

As concentrações de BHTs e de bactérias resistentes aos antibióticos ampicilina e cloranfenicol, nas amostras de EB, ET e lodo da ETE-A são apresentadas na Figura 1.

Figura 1
Log da concentração (UFC.mL⁻¹ ou UFC.g⁻¹) de bactérias heterotróficas cultiváveis (A) e bactérias resistentes à (B) ampicilina e ao (C) cloranfenicol nas amostras de esgoto bruto e efluente tratado e lodo da estação de tratamento de esgoto A (sistema de lodos ativados convencional) (n = 9).

As concentrações de BHTs variaram de 4,5 a 5,6 log₁₀UFC.mL⁻¹ no EB; de 3,3 a 5,0 log₁₀UFC.mL⁻¹ no ET; e de 5,3 a 7,3 log₁₀UFC.mL⁻¹ no lodo (Figura 1A). As concentrações de BHTs no EB estiveram abaixo dos valores reportados pela literatura. Zhang et al. (2015), analisando três ETEs com sistema de lodos ativados, verificaram concentrações de BHTs da ordem de 5,7 a 6,5 log₁₀UFC.mL⁻¹ e Munir, Wong e Xagoraraki (2011) reportaram valores na faixa de 6,0 a 7,0 log₁₀UFC.mL⁻¹. Não obstante, para as concentrações de BHTs no lodo e no ET, os valores do presente estudo foram mais próximos aos reportados por Munir, Wong e Xagoraraki (2011). Esses autores determinaram a concentração de BHTs em amostras de EB, ET (antes e após etapa de desinfecção) e lodo em cinco ETEs que utilizavam tecnologias de tratamento diferentes. No ET (antes da desinfecção), os valores reportados foram de 3,0–5,0 log₁₀UFC.mL⁻¹. Já para o lodo as concentrações de BHT foram de 6,0 a 8,0 log₁₀UFC.mL⁻¹ (após diferentes tratamentos) e cerca de 8,0 log₁₀UFC.g⁻¹ no lodo após digestão anaeróbia, evidenciando, portanto, que o lodo, mesmo após digestão anaeróbia, ainda apresentou elevada concentração de BHT, característica também verificado no presente trabalho.

Com relação às bactérias resistentes à ampicilina (Figura 1B), verificaram-se concentrações que variaram de 4,8 a 5,7 log₁₀UFC.mL⁻¹ no EB; de 3,3 a 4,8 log₁₀UFC.mL⁻¹ no ET; e de 5,0 a 6,3 log₁₀UFC.mL⁻¹ no lodo. Já para as bactérias resistentes ao cloranfenicol (Figura 1C), as concentrações foram menores e variaram de 2,8 a 4,5 log₁₀UFC.mL⁻¹ no EB; de 1,0 a 3,0 log₁₀UFC.mL⁻¹ no ET; e de 3,0 a 5,2 log₁₀UFC.mL⁻¹ no lodo. Portanto, houve remoção das BRAs na ETE-A, sendo que maior redução foi verificada para as bactérias resistentes à ampicilina (1,1 log₁₀), quando comparadas com as bactérias resistentes ao cloranfenicol (redução de 0,7 log₁₀). Munir, Wong e Xagoraraki (2011) verificaram remoção de 2 a 3 log de bactérias resistentes aos antibióticos tetraciclina e sulfonamida em diferentes sistemas de tratamento (incluindo sistema de lodos ativados convencional). Já Reinthaler et al. (2003) verificaram remoção de 2 a 4 unidades log de BRA (para 24 antibióticos diferentes) em sistema usando processo de lodos ativados seguido de desinfecção do efluente (cloração). Le et al. (2018) reportaram concentrações de BRAs (resistentes a 10 antibióticos, incluindo cloranfenicol) EB de 4 a 6 log₁₀UFC.mL⁻¹ no e de 2 a 4 log₁₀UFC.mL⁻¹ no ET, resultados similares aos valores encontrados no presente estudo. Esses autores verificaram remoção de cerca de 2 a 3 unidades log de BRAs no sistema de lodos ativados convencional e reportaram que não houve diferença significativa de remoção das BRAs em função do tipo de antibiótico testado.

Assim, os valores de remoção do presente estudo estão abaixo daqueles reportados na literatura para o mesmo processo biológico (lodos ativados). As diferenças observadas podem estar relacionadas com a forma de operação dos sistemas (além da etapa de desinfecção no caso do trabalho de Reinthaler et al., 2003), porque os autores citados não mencionaram detalhes de operação, como, por exemplo, o tempo de detenção hidráulica (TDH) dos referidos sistemas, tampouco eficiência de remoção (incluindo remoção do indicador E. coli). No presente estudo, de acordo com dados da Tabela 1, a remoção do indicador de contaminação (E. coli) foi de 1 unidade log para a ETE-A, semelhante à remoção de BRA observada.

Com relação à porcentagem de bactérias resistentes aos antibióticos em relação ao total de bactérias heterotróficas cultiváveis (BHTs) nas amostras da ETE-A (Figura 2), verificou-se maior porcentagem de bactérias resistentes a ampicilina no EB, ET e no lodo (97,3, 91,6, 86,1%, respectivamente (Figura 2A), quando comparada com a porcentagem de bactérias resistentes ao cloranfenicol (62,6% no EB, 59,2% no ET e 56,3% no lodo, Figura 2B). Valores similares foram reportados por Zhang et al. (2015) para a porcentagem de bactérias resistentes à ampicilina no EB e no ET. Não obstante, esses autores encontraram porcentagens maiores de bactérias resistentes ao cloranfenicol (cerca de 95%), quando comparadas ao presente estudo. Já Huang et al. (2012) reportaram porcentagens de bactérias resistentes ao cloranfenicol (69%) similares ao encontrado no presente estudo, mas diferentes para as resistentes à ampicilina (47%). Essa variação na porcentagem de resistência das BRAs no EB e no efluente de ETEs (de diferentes localidades e países) sugere diferença no consumo dos antibióticos por parte da população investigada entre os diferentes estudos.

Figura 2
Porcentagem de bactérias resistentes à (A) ampicilina e ao (B) cloranfenicol em relação ao total de bactérias heterotróficas cultiváveis nas amostras da estação de tratamento de esgoto A.

É importante destacar, ainda, que a soma das porcentagens de bactérias resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol em cada uma das amostras foi maior que 100% (Figura 2), o que indica a multirresistência das bactérias heterotróficas presentes nessas amostras. Fato semelhante foi reportado por Huang et al. (2012).

Estação de tratamento B: sistema composto de reator UASB seguido por filtros biológicos percoladores

As concentrações de BHTs e de bactérias resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol para o EB, ET e lodo da ETE-B são apresentadas na Figura 3. As concentrações de BHTs variaram de 4,8 a 6,0 log₁₀UFC.mL⁻¹ no EB; de 4,3 a 6,1 log₁₀UFC.mL⁻¹ no ET; e de 4,8 a 7,6 log₁₀UFC.mL⁻¹ no lodo (Figura 3A). Esses resultados mostraram que não houve redução na concentração de BHT no ET (pelo sistema composto de reator UASB seguido de FBP), quando comparado ao EB. Quanto ao lodo, a concentração de BHT foi elevada, mas os valores encontrados foram semelhantes àqueles determinados no lodo da ETE-A e próximos aos valores reportados por Munir, Wong e Xagoraraki (2011) (6,0 a 8,0 log₁₀UFC.mL⁻¹), que investigaram quatro ETEs com sistemas de tratamento diferentes (mas nenhuma empregava reatores UASB seguidos de FBP).

Figura 3
Log da concentração (UFC.mL⁻¹ ou UFC.g⁻¹) de (A) bactérias heterotróficas cultiváveis e (B) bactérias resistentes a ampicilina e (C) ao cloranfenicol nas amostras de esgoto bruto e efluente tratado e lodo da estação de tratamento de esgoto B (UASB+FBP) (n=9)

Com relação às BRAs, não houve redução significativa na concentração das bactérias resistentes à ampicilina na ETE-B. Entretanto, observou-se diferença significativa na concentração das bactérias resistentes ao cloranfenicol entre as amostras de EB e ET, demonstrando que o sistema combinado (reator UASB seguido de FBP) removeu cerca de 0,5 log₁₀ UFC.mL⁻¹. Trabalhos que investigaram a ocorrência de BHT e BRA em ETEs com reatores anaeróbios (UASB) seguidos de FBP são raros, se não inexistentes na literatura. Portanto, não se tem dados para comparar com estes obtidos no presente estudo para a ETE-B. De acordo com dados da Tabela 1, a remoção do indicador de contaminação fecal (E. coli) foi de 1 unidade log para a ETE-B, diferente da remoção de BRA observada para essa ETE. Portanto, esses resultados sugerem a importância de se ampliar o monitoramento microbiológico dos efluentes tratados, porque a concentração do indicador de contaminação fecal pode não apresentar correlação com os outros parâmetros investigados, como foi o caso da ocorrência de BHT e BRA. Além disso, considerando-se a disseminação da resistência aos antibióticos, a pesquisa por BRA em efluentes tratados é muito importante devido ao papel potencialmente relevante na transferência de material genético no meio ambiente (TUROLLA et al., 2018).

Para as amostras de lodo, foram observadas concentrações de BRAs de 10⁶ UFC.g⁻¹ para ampicilina e de 10⁴ UFC.g⁻¹ para o cloranfenicol. Esses valores estão abaixo da faixa de concentração reportada no trabalho de Brooks et al. (2007) para bactérias resistentes a ciprofloxacina, ampicilina, tetracicilina e cefalotina (10⁶ a 10¹¹ UFC.g⁻¹) presentes no lodo após digestão anaeróbia. Não obstante, esses resultados demonstram que o lodo pode ser fonte de disseminação de BRAs no ambiente caso seja usado na agricultura ou como condicionador de solo e caso não seja feito tratamento adicional para redução das concentrações de BRAs.

Quanto às porcentagens de BRAs em relação às BHTs nas amostras da ETE-B (Figura 4), foram verificados valores e comportamentos similares aos reportados para a ETE-A. Cerca de 94,0 e 91,6% das bactérias isoladas a partir do EB e ET, respectivamente, foram resistentes à ampicilina (Figura 4A); enquanto as porcentagens das bactérias resistentes ao cloranfenicol foram menores (51,6 e 50,0%, no EB e ET, respectivamente — Figura 4B). Portanto, apesar de as ETEs receberem esgotos de regiões diferentes da área metropolitana de Belo Horizonte, não foram verificadas diferenças que sugerissem padrões de consumo distintos para os antibióticos investigados.

Figura 4
Porcentagem de bactérias resistentes à (A) ampicilina e ao (B) cloranfenicol em relação ao total de bactérias heterotróficas cultiváveis nas amostras da estação de tratamento de esgoto B.

Com relação às concentrações de BHTs e BRAs determinadas ao longo dos diferentes meses, compreendendo as estações seca e chuvosa, não foram observadas diferenças estatísticas significativas nas concentrações das bactérias resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol nas amostras de EB, ET e lodo (Tabela 2). Portanto, não houve efeito da sazonalidade na ocorrência e remoção das BRA nas ETEs investigadas.

Tabela 2
Concentrações de bactérias heterotróficas e resistentes aos antibióticos, ampicilina e cloranfenicol, ao longo do período amostrado.

ETE-A (sistema lodos ativados convencional)		Valor médio de log10 UFC.mL−1 ± desvio padrão
Grupo	Amostra	Estação seca* n = 4	Estação chuvosa** n = 5
BHT	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	5,3 ± 0,2 4,1 ± 0,4 6,3 ± 0,1	5,0 ± 0,4 4,2 ± 0,7 6,5 ± 0,6
BRA-Ampicilina	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	5,1 ± 0,4 3,7 ± 0,5 5,4 ± 0,4	5,2 ± 0,2 4,2 ± 0,4 5,7 ± 0,5
BRA-Cloranfenicol	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	3,5 ± 0,8 2,6 ± 0,3 3,9 ± 0,9	3,1 ± 0,2 2,2 ± 0,7 3,7 ± 0,6

ETE – B (reatores UASB + FBP)		Valor médio de log10 UFC.mL−1 ± desvio padrão
BHT	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	5,3 ± 0,3 5,0 ± 0,5 6,3 ±0,5	5,5 ± 0,3 5,3 ± 0,7 6,5 ± 1,0
BRA-Ampicilina	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	5,1 ± 0,4 4,7 ± 0,7 5,9 ± 0,5	4,9 ± 0,4 4,7 ± 0,6 5,7 ± 1,2
BRA-Cloranfenicol	Esgoto bruto Esgoto tratado Lodo	2,7 ± 0,2 1,9 ± 0,6 3,5 ± 0,6	3,1 ± 0,6 2,4 ± 0,9 4,1 ± 0,3

• ^*
  Amostras coletadas em agosto-outrubro/2017 e abril/2018 (valor médio de precipitação nesse período = 368 mm);
• ^**
  Amostras coletadas de dezembro/2017 a março/2018 (valor médio de precipitação nesse período = 1.159 mm); ETE: estação de tratamento de esgoto; BHT: bactérias heterotróficas cultiváveis; BRA: bactérias resistentes a antibióticos.

Identificação das bactérias resistentes a antibióticos isoladas

Nas Tabelas 3 e 4 são apresentadas as bactérias identificadas e que foram resistentes à ampicilina e ao cloranfenicol, respectivamente. Das 33 cepas isoladas resistentes à ampicilina e das 21 resistentes ao cloranfenicol sequenciadas, cerca de 19 (58%) e 16 (76%), respectivamente, foram identificadas como sendo membros da família Enterobacteriaceae (Tabelas 3 e 4). Membros da família Enterobacteriaceae são bacilos Gram-negativos que normalmente se localizam no intestino e podem causar infecções nas vias urinárias e na circulação sanguínea, bem como pneumonias associadas ao cuidado médico (ABREU et al., 2010). E. coli é causa frequente de infecções urinárias; Klebsiella spp. e Enterobacter spp. são causas importantes de pneumonias; Salmonella spp. pode causar gastroenterites e, subsequentemente, em alguns pacientes, infecção invasiva (PATERSON, 2006).

Tabela 3
Identificação das bactérias resistentes a ampicilina^*.

Colônia	Banco de dados GenBank	Blast			Origem das amostras	período
		Identificação	%	N. acesso
01	Pseudomonadaceae	Pseudomonas putida	88	KJ569371.1	EB – A	CHUVOSO
02	Klebsiella	Klebsiella pneumoniae	99	NR_117683.1	EB – A	CHUVOSO
03	Enterobacteriaceae	Enterobacteriaceae bacterium	97	EU348748.1	EB – A	CHUVOSO
09	Kluyvera	Kluyvera georgiana	97	NR024883.1	EB – A	SECA
14	Raoultella	Raoultella terrigena	97	NR_114503.1	EB – A	SECA
18	Pseudomonadaceae	Pseudomonas monteilii	99	NR_114224.1	EB – A	SECA
20	Lactobacillales	Enterococcus faecium	86	NR_113904.1	EB – A	SECA
24	Enterobacteriaceae	Proteus mirabilis	98	NR_113344.1	EB – A	CHUVOSO
25	Alcaligenes	Alcaligenes faecalis	96	MG674701.1	EB – A	CHUVOSO
05	Comamonas	Comamonas terrigena	97	NR_113597.1	ET – A	CHUVOSO
04	Chryseobacterium	Chryseobacterium hispalense	97	NR_116277.1	ET – A	CHUVOSO
19	Enterobacteriaceae	Erwinia persicina	94	NR_114078.1	ET – A	SECA
21	Escherichia	Escherichia fergusonii	97	NR_074902.1	ET – A	SECA
26	Aeromonas	Aeromonas caviae	99	NR_104824.1	ET – A	CHUVOSO
36	Flavobacteriaceae	Chryseobacterium hispalense	97	NR_116277.1	ET – A	CHUVOSO
35	Escherichia	Escherichia fergusonii	100	NR_074902.1	ET – A	CHUVOSO
46	Enterobacteriaceae	Enterobacter tabaci	97	NR_146667.2	ET – A	SECA
52	Klebsiella	Klebsiella pneumoniae	97	NR_113597.1	ET – A	CHUVOSO
37	Enterobacteriaceae	Escherichia marmotae	96	NR_136472.1	Lodo – A	CHUVOSO
17	Bacillus	Bacillus cereus	98	NR_074540.1	Lodo – A	SECA
23	Klebsiella	Klebsiella pneumoniae	97	NR_119278.1	Lodo – A	SECA
27	Aeromonas	Aeromonas hydrophila	100	NR_074841.1	Lodo – A	CHUVOSO
38	Enterobacteriaceae	Klebsiella michiganensis	95	NR_118335.1	Lodo – A	CHUVOSO
39	Providencia	Providencia vermicola	97	NR_042415.1	Lodo – A	CHUVOSO
40	Enterobacteriaceae	Enterobacter cloacae	96	NR_102794.2	EB – B	CHUVOSO
31	Escherichia	Escherichia fergusonii	96	NR_074902.1	EB – B	CHUVOSO
32	Enterobacteriaceae	Citrobacter freundii	99	NR_117752.1	EB – B	CHUVOSO
13	Lactobacillales	Lactobacillus plantarum	82	KP128055.1	ET – B	SECA
33	Brevundimonas	Brevundimonas diminuta	99	NR_113602.1	ET – B	CHUVOSO
34	Acidovorax	Acidovorax temperans	97	NR_028715.1	ET – B	CHUVOSO
42	Citrobacter	Citrobacter freundii	98	NR_028894.1	ET – B	CHUVOSO
15	Bacillus	Bacillus wiedmannii	100	NR_152692.1	Lodo – B	SECA
45	Klebsiella	Klebsiella pneumoniae	96	NR_037084.1	Lodo – B	CHUVOSO

• ^*
  em negrito estão destacados os membros da família Enterobacteriaceae; EB: esgoto bruto; ET: efluente tratado.

Tabela 4
Identificação das bactérias resistentes ao cloranfenicol^*.

Colônia	Banco de dados GenBank	Blast			Origem das amostras	Período
		Identificação	%	N. acesso
2	Citrobacter	Citrobacter werkmanii	98	NR_024862.1	EB - A	SECO
4	Escherichia	Escherichia fergusonii	97	NR_074902.1	EB - A	SECO
5	Enterococcus	Enterococcus faecalis	98	NR_115765.1	EB - A	SECO
22	Salmonella	Salmonella enterica subsp. enterica	99	NR_074799.1	EB - A	SECO
23	Klebsiella	Klebsiella pneumoniae	99	NR_117683.1	EB - A	CHUVOSO
24	Cloacibacterium	Cloacibacterium rupense	94	KY393025.1	EB - A	CHUVOSO
25	Bacillus	Bacillus wiedmannii	99	NR_152692.1	EB - A	CHUVOSO
13	Clostridium	Clostridium perfringens	98	NR_121697.2	ET - A	SECO
19	Enterobacteriaceae	Vibrio alginolyticus	96	KU663094.1	ET - A	SECO
21	Enterobacteriaceae	Enterobacter sp.	86	LK054397.1	ET - A	SECO
7	Escherichia	Escherichia coli	98	KM870911.1	Lodo - A	SECO
8	Enterobacteriaceae	Citrobacter freundii	98	NR_028894.1	Lodo - A	SECO
10	Citrobacter	Citrobacter freundii	98	NR_028894.1	Lodo - A	SECO
16	Escherichia	Escherichia fergusonii	98	NR_074902.1	Lodo - A	SECO
27	Acidovorax	Acidovorax temperans	99	NR_028715.1	Lodo - A	CHUVOSO
28	Escherichia	Escherichia fergusonii	98	NR_074902.1	Lodo - A	CHUVOSO
14	Escherichia	Escherichia fergusonii	99	NR_074902.1	EB - B	SECO
15	Alcaligenes	Alcaligenes faecalis	97	NR_113606.1	EB - B	SECO
34	Escherichia	Escherichia fergusonii	98	NR_074902.1	EB - B	CHUVOSO
36	Escherichia	Escherichia fergusonii	99	NR_074902.1	ET - B	CHUVOSO
31	Enterobacteriaceae	Klebsiella variicola	96	KX036863.1	Lodo - B	CHUVOSO

• ^*
  em negrito estão destacados os membros da família Enterobacteriaceae; EB: esgoto bruto; ET: efluente tratado.

No presente estudo, os gêneros Enterobacter, Klebsiella e Escherichia foram frequentemente detectados dentre as cepas resistentes tanto à ampicilina quanto ao cloranfenicol. Não obstante, membros das famílias Enterococaceae (Enterococcus faecium e Enterococcus faecalis), Bacillaceae (Bacillus cereus e Bacillus wiedmannii), Aeromonadaceae (Aeromonas hydrophila), Clostridiaceae (Clostridium perfringens) e Alcaligenaceae (Alcaligenes faecalis) também foram identificados como sendo resistentes à ampicilina e/ou ao cloranfenicol. Já Salmonella enterica foi detectada dentre as cepas resistentes ao cloranfenicol (Tabela 4).

Além das bactérias potencialmente patogênicas mencionadas anteriormente, espécies ambientais (Stenotrophomonas rhizophila, Chryseobacterium hispalense, Comamonas terrígena) também foram detectadas como resistentes aos antibióticos testados.

Muitas das espécies detectadas no presente estudo e que apresentaram resistência à ampicilina e ao cloranfenicol já foram reportadas previamente em amostras de EB e/ou ET de estações de tratamento de águas residuárias (NNADOZIE; KUMARI; BUX, 2017). Além disso, bactérias multirresistentes, como Klebsiella pneumoniae (produtora da enzima carbapenemase), Aeromonas spp. (produtora de KPC2) e várias espécies da família Enterobacteriaceae, incluindo Kluyvera spp., foram identificadas em esgoto hospitalar no Brasil e em diferentes pontos da ETE que recebia esse efluente para tratamento (PICÃO et al., 2013).

Vale a pena mencionar que algumas das espécies identificadas neste estudo, como K. pneumoniae, E. coli e Enterococcus faecalis, são patógenos resistentes detectados previamente em hospitais brasileiros. A resistência aos carbapenêmicos dentre os membros da família Enterobacteriaceae é um problema grave de saúde pública e isolados resistentes aos carbapenêmicos, identificados como K. Pneumoniae, foram reportados em ambientes clínicos em diferentes estados brasileiros (ROSSI, 2011).

CONCLUSÕES

Houve diferença na remoção de BHTs e de bactérias resistentes aos antibióticos ampicilina e cloranfenicol nas ETEs estudadas. A ETE-A (sistema de lodos ativados) foi mais eficiente na remoção de BRAs (cerca de 1 log de remoção), quando comparada à ETE-B (reator UASB seguido de FBP).

Não houve efeito da sazonalidade na ocorrência e remoção das BHTs e BRAs nas ETEs investigadas.

A maioria das BRAs isoladas era da família Enterobacteriaceae, sendo que algumas espécies (Klebsiella pneumoniae, Aeromonas hydrophila, Escherichia coli, Enterococcus faecium, Salmonella spp.) são bactérias potencialmente patogênicas.

Apesar do tratamento de esgoto empregado, BRAs foram detectadas no efluente final tratado, indicando que as ETEs são fontes de disseminação de BRAs no ambiente.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem o apoio e financiamento fornecido pela CAPES, CNPq, FAPEMIG, Programa de Pós-Graduaçao em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos (SMARH) da UFMG e Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Estações Sustentáveis de Tratamento de Esgoto- INCT ETEs Sustentáveis.

REFERÊNCIAS

• ABREU, E.T.; PRETTO, J.A.; OLIVEIRA CALEARE, Â.; TAVARES, C.R.G.; NAKAMURA, C.V. (2010) Avaliação da resistência a antibióticos de bactérias isoladas de efluente hospitalar. Acta Scientiarum Technology, v. 32, n. 1, p. 1-5. https://doi.org/10.4025/actascitechnol.v32i1.7453
  » https://doi.org/10.4025/actascitechnol.v32i1.7453
• AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA (ANVISA). (2017) Plano Nacional para a prevenção e o controle de Resistência Microbiana nos Serviços de Saúde Brasília: ANVISA. 84 p.
• ALTSCHUL, S.F.; GISH, W.; MILLER, W.; MYERS, E.; LIPMAN, D. (1990) Basic local alignment search tool. Journal of Molecular Biology, v. 215, n. 3, p. 403-410. https://doi.org/10.1016/S0022-2836(05)80360-2
  » https://doi.org/10.1016/S0022-2836(05)80360-2
• AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION (APHA). (1998) Standard Methods for the Examination Water and Wastewater 20ᵃ ed. Washington, D.C.: American Public Health Association.
• AQUINO, S.F.D.; BRANDT, E.M.F.; CHERNICHARO, C.A.D.L. (2013) Remoção de fármacos e desreguladores endócrinos em estações de tratamento de esgoto: revisão da literatura. Engenharia Sanitária e Ambiental, v. 18, n. 3, p. 187-204. http://dx.doi.org/10.1590/S1413-41522013000300002
  » http://dx.doi.org/10.1590/S1413-41522013000300002
• BAQUERO, F.; MARTÍNEZ, J. L.; CANTÓN, R. (2008) Antibiotics and antibiotic resistance in water environments. Current Opinion in Biotechnology, v. 19, n. 3, p. 260-265. https://doi.org/10.1016/j.copbio.2008.05.006
  » https://doi.org/10.1016/j.copbio.2008.05.006
• BOUKI, C.; VENIERI, D.; DIAMADOPOULOS, E. (2013) Detection and fate of antibiotic resistant bacteria in wastewater treatment plants: a review. Ecotoxicology and Environmental Safety, v. 91, p. 1-9. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2013.01.016
  » https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2013.01.016
• BROOKS, J.P.; MAXWELL, S.L.; RENSING, C.; GERBA, C.P.; PEPPER, I.L. (2007) Occurrence of antibiotic-resistant bacterian ad endotoxin associated with the land application of biosolids. Canadian Journal of Microbiology, v. 53, n. 5, p. 616-622. https://doi.org/10.1139/W07-021
  » https://doi.org/10.1139/W07-021
• CAIRNS, J.; RUOKOLAINEN, L.; HULTMAN, J.; TAMMINEN, M.; VIRTA, M.; HILTUNEN, T. (2018) Ecology determines how low antibiotic concentration impacts community composition and horizontal transfer of resistance genes. Communications Biology, v. 1, p. 35. https://doi.org/10.1038/s42003-018-0041-7
  » https://doi.org/10.1038/s42003-018-0041-7
• FLORIPES, T.C.; AQUINO, S.F.; QUARESMA, A.D.V.; AFONSO, R.; CHERNICHARO, C.A.; SOUZA, C.L. (2018) Occurrence of drugs and endocrine disrupters in raw and treatment sewage in the city of Belo Horizonte/MG, Brazil. Engenharia Sanitaria e Ambiental, v. 23, n. 6, p. 1199-1211. http://dx.doi.org/10.1590/s1413-41522018177703
  » http://dx.doi.org/10.1590/s1413-41522018177703
• GAO, P.; MUNIR, M.; XAGORARAKI, I. (2012) Correlation of tetracycline and sulfonamide antibiotics with corresponding resistance genes and resistant bacteria in a conventional municipal wastewater treatment plant. Science of the Total Environment, v. 421-422, p. 173-183. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2012.01.061
  » https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2012.01.061
• HUANG, J.J.; HU, H.Y.; LU, S.Q.; LI, Y.; TANG, F.; LU, Y.; WEI, B. (2012) Monitoring and evaluation of antibiotic-resistant bacteria at a municipal wastewater treatment plant in China. Environment International, v. 42, p. 31-36. https://doi.org/10.1016/j.envint.2011.03.001
  » https://doi.org/10.1016/j.envint.2011.03.001
• LAHT, M.; KARKMAN, A.; VOOLAID, V.; RITZ, C.; TENSON, T.; VIRTA, M.; KISAND, V. (2014) Abundances of Tetracycline, Sulphonamide and Beta-Lactam Antibiotic Resistance Genes in Conventional Wastewater Treatment Plants (WWTPs) with Different Waste Load. PLoS One, v. 9, n. 8, p. e103705. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0103705
  » https://doi.org/10.1371/journal.pone.0103705
• LE, T.H., NG, C.; TRAN, N.H.; CHEN, H.; GIN, K.Y.H. (2018) Removal of antibiotic residues, antibiotic resistant bacteria and antibiotic resistance genes in municipal wastewater by membrane bioreactor systems. Water Research, v. 145, p. 498-508. https://doi.org/10.1016/j.watres.2018.08.060
  » https://doi.org/10.1016/j.watres.2018.08.060
• LOPES, T.R.; COSTA JR., I.L.; PERIOTTO, F.; PLETSCH, A.L. (2016) Antibiotic resistance in E. coli isolated in effluent from a wastewater treatment plant and sediments in receiver body. International Journal of River Basin Management, v. 14, n. 4, p. 441-445. https://doi.org/10.1080/15715124.2016.1201094
  » https://doi.org/10.1080/15715124.2016.1201094
• MAC CONELL, E.F.A.; ALMEIDA, P.G.S.; ZERBINI, A.M.; BRANDT, E.M.F.; ARAÚJO, J.C.; CHERNICHARO, C.A.L. (2013) Diversity and dynamics of ammonia-oxidizing bacterial communities in a sponge-based trickling filter treating effluent from a UASB reactor. Water Science and Technology, v. 68, n. 3, p. 650-657. https://doi.org/10.2166/wst.2013.288
  » https://doi.org/10.2166/wst.2013.288
• MASSOL-DEYA, A.A.; ODELSON, D.A.; HICKEY, R.F.; TIEDJE, J.M. (1995) Bacterial community fingerprinting of amplified 16S and 16–23S ribosomal DNA gene sequences and restriction endonuclease analysis (ARDRA). In: AKKERMANS, A.D.L.; ELSAS, J.D.V.; BRUIJN, F.J. Molecular microbial ecology manual Springer: Dordrecht. p. 289-296.
• MUNIR, M.; WONG, K.; XAGORARAKI, I. (2011) Release of antibiotic resistant bacteria and genes in the effluent and biosolids of five wastewater utilities in Michigan. Water Research, v. 45, n. 2, p. 681-693. https://doi.org/10.1016/j.watres.2010.08.033
  » https://doi.org/10.1016/j.watres.2010.08.033
• NNADOZIE, C.; KUMARI, S.; BUX, F. (2017) Status of pathogens, antibiotic resistance genes and antibiotic residues in wastewater treatment systems. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology, v. 16, n. 3, p. 491-515. https://doi.org/10.1007/s11157-017-9438-x
  » https://doi.org/10.1007/s11157-017-9438-x
• NOVO, A.; ANDRÉ, S.; VIANA, P.; NUNES, O.C.; MANAIA, C.M. (2013) Antibiotic resistance, antimicrobial residues and bacterial community composition in urban wastewater. Water Research, v. 47, n. 5, p. 1875-1887. https://doi.org/10.1016/j.watres.2013.01.010
  » https://doi.org/10.1016/j.watres.2013.01.010
• NOVO, A.; MANAIA, C.M. (2010) Factors influencing antibiotic resistance burden in municipal waste water treatment plants. Applied Microbiology Biotechnology, v. 87, n. 3, p. 1157-1166. https://doi.org/10.1007/s00253-010-2583-6
  » https://doi.org/10.1007/s00253-010-2583-6
• OLIVEIRA, D.E. (2011) Caracterização, pesquisa dos genes de virulência e β-lactamases em Aeromonas hydrophila provenientes de esgoto e lodo tratados Tese (Doutorado) – Universidade de São Paulo, São Paulo.
• PATERSON, D.L. (2006) Resistance in gram-negative bacteria: Enterobacteriaceae. The American Journal of Medicine, v. 119, n. 6 (supl. 1), p. S20-28. https://doi.org/10.1016/j.amjmed.2006.03.013
  » https://doi.org/10.1016/j.amjmed.2006.03.013
• PICÃO, R.C.; CARDOSO, J.P.; CAMPANA, E.H.; NICOLETTI, A.G.; PETROLINI, F.V.; ASSIS, D.M.; JULIANO, L.; GALES, A.C. (2013) The route of antimicrobial resistance from the hospital effluent to the environment: focus on the occurrence of KPC-producing Aeromonas spp. and Enterobacteriaceae in sewage. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease, v. 76, n. 1, p. 80-85. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2013.02.001
  » https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2013.02.001
• PRADO, T. (2007) Avaliação da eficiência de um sistema de tratamento de efluente hospitalar por processo anaeróbio na remoção de coliformes, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae resistentes a antibióticos e Vírus da Hepatite A Dissertação (Mestrado) – FIOCRUZ/ENSP, Rio de Janeiro.
• REINTHALER, F.F.; POSCH, J.; FEIERL, G.; WÜST, G.; HAAS, D.; RUCKENBAUER, G.; MASCHER, F.; MARTH, E. (2003) Antibiotic resistance of E.coli in sewage and sludge. Water Research, v. 37, n. 8, p. 1685-1690. https://doi.org/10.1016/s0043-1354(02)00569-9
  » https://doi.org/10.1016/s0043-1354(02)00569-9
• RIZZO, L.; MANAIA, C.; MERLIN, C.; SCHWARTZ, T.; DAGOT, C.; PLOY, M.C.; MICHAEL, I.; FATTA-KASSINOS, D. (2013) Urban wastewater treatment plants as hotspots for antibiotic resistant bacteria and genes spread into the environment: a review. Science of the Total Environment, v. 447, p. 345-360. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2013.01.032
  » https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2013.01.032
• ROSSI, F. (2011) The Challenges of Antimicrobial Resistance in Brazil. Clinical Infectious Diseases, v. 52, n. 9, p. 1138-1143. https://doi.org/10.1093/cid/cir120
  » https://doi.org/10.1093/cid/cir120
• SIMMONS, S.L.; SIEVERT, S.M.; FRANKEL, R.B.; BAZYLINSKI, D.A.; EDWARDS, K.J. (2004) Spatiotemporal distribution of marine magnetotactic bacteria in a seasonally stratified coastal salt pond. Applied and Environmental Microbiology, v. 70, n. 10, p. 6230-6239. https://doi.org/10.1128/AEM.70.10.6230-6239.2004
  » https://doi.org/10.1128/AEM.70.10.6230-6239.2004
• TAKEUCHI, S.; HASHIZUME, N.; KINOSHITA, T.; KAIDOH, T.; TAMURA, Y. (1997) Detection of Clostridium septicum hemolysin gene by polymerase chain reaction. Journal of Veterinary Medical Science, v. 59, n. 9, p. 853-855. https://doi.org/10.1292/jvms.59.853
  » https://doi.org/10.1292/jvms.59.853
• TUROLLA, A.; CATTANEO, M.; MARAZZI, F.; MEZZANOTTE, V.; ANTONELLI, M. (2018) Antibiotic resistant bacteria in urban sewage: Role of full-scale wastewater treatment plants on environmental spreading. Chemosphere, v. 191, p. 761-769. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.10.099
  » https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.10.099
• YUAN, Q.B.; GUO, M.T.; YANG, J. (2014) Monitoring and assessing the impact of wastewater treatment on release of both antibiotic-resistant bacteria and their typical genes in a Chinese municipal wastewater treatment plant. Environmental Science: Processes & Impacts, v. 16, n. 8, p. 1930-1937. https://doi.org/10.1039/c4em00208c
  » https://doi.org/10.1039/c4em00208c
• YUAN, Q.B.; GUO, M.T.; YANG, J. (2015) Fate of antibiotic resistant bacteria and genes during wastewater chlorination: implication for antibiotic resistance control. PLoS One, v. 10, n. 3, e0119403. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0119403
  » https://doi.org/10.1371/journal.pone.0119403
• ZHANG, S.; HAN, B.; GU, J.; WANG, C.; WANG, P.; MA, Y.; CAO, J.; HE, Z. (2015) Fate of antibiotic resistant cultivable heterotrophic bacteria and antibiotic resistance genes in wastewater treatment processes. Chemosphere, v. 135, p. 138-145. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2015.04.001
  » https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2015.04.001

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  14 Dez 2020
• Data do Fascículo
  Nov-Dec 2020

Histórico

• Recebido
  04 Jun 2018
• Aceito
  01 Set 2019