Estudo de estabilidade de amostras no laboratório clínico: garantia de qualidade dos resultados e da segurança para o paciente

Erros na fase pré-analítica podem explicar os resultados que levam a testes clinicolaboratoriais desnecessários, induzindo decisões clínicas inadequadas, trazendo danos aos pacientes e aumentando os custos. Isso justifica uma maior conscientização sobre a importância e a necessidade de um gerenciamento mais preciso nesta etapa do ciclo de testes laboratoriais. A sistematização e o monitoramento dessas variáveis caracterizam laboratórios organizados e eficientes, que primam pela qualidade dos serviços e se esforçam por melhorar a segurança dos seus pacientes.

Algumas das principais fontes de variabilidade pré-analítica são transporte e armazenamento de amostras, associadas à preparação para as análises laboratoriais. A boa governança dessa fase implica avaliação dos riscos, estabelecimento de políticas para prevenir erros e acidentes com o material biológico coletado, aumento e diversificação das barreiras de proteção, bem como a diminuição da vulnerabilidade do processo⁽¹⁾.

Na prática, o uso de laboratórios de referência tornou-se rotina para exames especializados e de baixa demanda, realizados em diversos materiais, como o líquido cefalorraquidiano (LCR). O transporte para essa finalidade depende de vários tipos de logística e segue parâmetros bem definidos para acondicionamento das amostras. Esse cuidado visa assegurar que os resultados obtidos nessas amostras sejam comparáveis com aqueles resultantes de dosagens efetuadas imediatamente após a coleta, sem que haja comprometimento de sua qualidade⁽²⁾. Assim, as variações pré-analíticas relacionadas com o tempo de armazenamento e a temperatura, bem como as condições de transporte das amostras, são relevantes⁽³⁾.

Estudar a estabilidade das amostras é uma boa prática no laboratório clínico, como observado no trabalho de Domingues et al.⁽⁴⁾ (2019), que se destaca por avaliar a estabilidade em material nobre, cujo interesse tem sido crescente nas últimas décadas devido às análises para o diagnóstico neuroquímico nas investigações das doenças neurodegenerativas: a doença de Alzheimer é a mais comum^(5,6). Também é relevante nos estudos colaborativos para a investigação do LCR em doenças neuroinflamatórias, como a esclerose múltipla, na busca por bandas oligoclonais de imunoglobulina da classe G (IgG) ou por síntese de IgG intratecal.

Outra aplicação para esse tipo de estudo é a utilização de materiais armazenados por longos períodos de tempo em biobancos para fins de pesquisas clínicas, visando assegurar que o poder estatístico obtido por um grande número de amostras não seja comprometido por fatores pré-analíticos, possibilitando comparações entre resultados de diferentes laboratórios. Essa padronização permite aos pesquisadores replicar estudos com amostras que correspondam aos dados pilotos iniciais⁽⁷⁾. Os LCRs armazenados têm sido utilizados nas pesquisas com biomarcadores moleculares, como nos estudos de proteoma para moléculas de baixo peso molecular^(8,9) ou de metabolômica, que utilizam técnicas de elevada exatidão (como a espectrometria de massas), mas requerem a verificação de amostras, dada a sua necessidade de amostras íntegras^(10-12).

Vários autores têm quantificados os efeitos dos fatores pré-analíticos em LCR, incluindo: a influência de diferentes tipos de agulha para a punção⁽¹³⁾; o horário da punção; o sítio de punção (sendo a punção lombar mais comumente empregada, como no artigo de Domingues et al.); os tubos para a coleta e armazenamento de amostras⁽¹⁴⁾; a manipulação da amostra e a forma de armazenamento.

Na avaliação da estabilidade do LCR, estudou-se a influência da centrifugação em LCR atraumático (eritrócitos < 500/mm³), além de tipos de fracionamento de amostras, temperatura de transporte (2-8ºC, -20ºC, gelo seco) e efeitos de temperatura de congelamento (-20ºC, -80ºC, uso de nitrogênio líquido), estabilidade do tempo de congelamento das amostras, demora para congelar o LCR e ciclos de descongelamento^(15-17).

Para as análises laboratoriais de LCR, a padronização da fase pré-analítica é imprescindível porque garante a obtenção de amostras com padrão de qualidade definido, com resultados confiáveis que garantam resultados clínicos adequados, melhorando a segurança do paciente.

REFERENCES

• ¹
  Lippi G, Chance JJ, Chuch S, et al. Preanalytical quality improvement: from dream to reality. Clin Chem Lab Med. 2011; 49: 1113-26.
• ²
  CLSI. Procedures for the handling and processing of blood specimens for common laboratory tests; approved guideline - fourth edition. CLSI document GP44-A4. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2010.
• ³
  Plebani M. Errors in clinical laboratories or errors in laboratory medicine? Clin Chem Lab Med. 2006; 44: 750-9.
• ⁴
  Domingues R, Brunale F, Bruniera G, Senne C. Assessment of cytological and biochemical parameters stability in cerebrospinal fluid. J Bras Patol Med Lab. 2019; 55(3): 258-66.
• ⁵
  Lewczuk P, Wiltfang J. Neurochemical dementia diagnostics: state of the art and research perspectives. Proteomics. 2008; 8: 1292-1301.
• ⁶
  Vanderstichele H, Bibl M, Engelborgs S, et al. Standardization of preanalytical aspects of cerebrospinal fluid biomarkers testing for Alzheimer's disease diagnosis: a consensus paper from the Alzheimer's Biomarkers Standardization Initiative. Alzheimers Dement. 2012, 8: 65-73.
• ⁷
  Willemse EAJ, Uffelen KWJ, van de Flier WM, Teunissen CE. Effect of long-term storage in biobanks on cerebrospinal fluid biomarker Abete1-42, T-tau and P-tau values. Alzheimer's Dement. 2017; 8: 45-50.
• ⁸
  Berven FS, Kroksveen AC, Berle M, et al. Pre-analytical influence on the low molecular weight cerebrospinal fluid proteome. Proteomics Clin Appl. 2007; 1: 699-711.
• ⁹
  Simonsen AH, Bahal JMC, Danborg PB, et al. Pre-analytical factors influencing the stability of cerebrospinal fluid proteins. J Neurosc Met. 2013; 215: 234-40.
• ¹⁰
  Noga MJ, Zielman R, van Dongen RM, et al. Strategies to assess and optimize stability of endogenous amines during cerebrospinal fluid sampling. Metabolomics. 2018; 14: 44.
• ¹¹
  Rosenling TR, Stoop MP, Smolinska A, et al. The impact of delayed storage on the measured proteome and metabolome of human cerebrospinal fluid. Clin Chem. 2011; 57(12): 1703-11.
• ¹²
  Greco V, Pieragostino D, Piras C, et al. Direct analytical sample quality assessment for biomarker investigation: qualifying cerebrospinal fluid samples. Proteomics. 2014; 14: 1954-62.
• ¹³
  Teunissen CE, Petzold A, Bennett JL, et al. A consensus protocol for the standardization of cerebrospinal fluid collection and biobanking. Neurology. 2009; 73: 1914-22.
• ¹⁴
  Fourier A, Portwelius E, Zetterberg H, Blennow K, Quadrio I, Liaudet AP. Pre-analytical and analytical factors influencing Alzheimer's disease cerebrospinal fluid biomarker variability. Clin Chim Acta. 2015; 449: 9-15.
• ¹⁵
  Le Bastard N, De Deyn PP, Engelborghs S. Importance and impact of preanalytical variables on Alzheimer disease biomarker concentrations in cerebrospinal fluid. Clin Chem. 2015; 61(5): 734-43.
• ¹⁶
  Zimmermann R, Lelental N, Ganslandt O, Maler JM, Kornhuber J, Lewczuk P. Preanalytical sample handling and sample stability testing for the neurochemical dementia diagnostics. J Alzheimers Dis. 2011; 25: 739-45.
• ¹⁷
  Klener J, Hofbauerová K, Bartos A, Ricny J, Ripova D, Kopecky V. Instability of cerebrospinal fluid after delayed storage and repeated freezing: a holistic study by drop coating deposition Raman spectroscopy. Clin Chem Lab Med. 2014; 52(5): 657-64.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  01 Ago 2019
• Data do Fascículo
  May-Jun 2019