Constituintes químicos da casca de Ochroma lagopus swartz (Bombacaceae)

Chemical constituents of the bark from Ochroma lagopus swartz (Bombacaceae)

Constituintes químicos da casca de Ochroma lagopus swartz (Bombacaceae)^*

Vanderlúcia Fonseca de PAULA^**

Luiz Cláudio de Almeida BARBOSA^***

Dorila PILÓ-VELOSO^**

Antonio Jacinto DEMUNER^***

Oliver HOWARTH^****

RESUMO: O estudo químico das cascas de Ochroma lagopus Swartz levou ao isolamento e ou, identificação de uma mistura de ácidos graxos e triacilglicerídeos, de b-sitosterol (1), estigmasterol (2), daucosterol (3), estigmasterol-3-O-b-D-glicosídeo (4) e manitol (5).

PALAVRAS-CHAVE: Bombacaceae; Ochroma lagopus; ácidos graxos; esteróides; manitol; glicosídeos esteroidais.

Introdução

Ochroma lagopus Swartz é uma planta arbórea pertencente à família Bombacaceae, amplamente distribuída em regiões tropicais e subtropicais¹⁰, incluíndo a região Amazônica, onde é conhecida como "balsa" ou "pau de balsa'.² Sua principal importância está relacionada à utilização de sua madeira, principalmente, na manufatura de barcos e jangadas, devido à sua baixa densidade (0,12 g cm^-1).²⁰

O único relato de uso medicinal desta planta é em veterinária, onde uma infusão de sua casca é ministrada a vacas para auxiliar a expulsão da placenta após o parto.¹⁹ Outra importante atividade biológica desta planta tem sido estudada e relaciona-se à ocorrência de grande número de insetos mortos em suas flores.^14,15

Estudos prévios do caule desta planta levaram ao isolamento e/ou identificação dos ácidos graxos palmítico e oléico, dos triacilglicerídeos derivados dos ácidos palmítico, esteárico, oléico, linoléico e linolênico, dos esteróides b-sitosterol e estigmasterol, das cumarinas escopoletina e cleomiscosina A, das lignanas boehmenana, diferulato de secoisolaciresinoíla,¹⁶ boehmenana B-D e carolignana A-F.¹⁸ Do néctar floral foram identificados os açúcares sacarose, frutose e glucose e 15 aminoácidos (Lys, His, Asp, Asn, Thr, Ser, Gly, Glu, Gln, Ala, Cys, Val, Met, Ile, Phe); do pólen foram identificados 18 aminoácidos (os 15 componentes do néctar, acima citados, e Arg, Pro e Tyr).¹⁵

Com relação à constituição química da casca, nenhum dado encontra-se registrado na literatura, sendo este o seu primeiro estudo.

Parte Experimental

Os pontos de fusão foram determinados em aparelho Kofler R Winkel Sottingen, modelo 17717 e foram corrigidos. Os espectros no infravermelho, em pastilhas de KBr, foram registrados em um espectrômetro Shimadzu IR408. Os espectros de RMN de ¹H (400 MHz) e de ¹³C (100,6 MHz) foram obtidos em um espectrômetro Bruker DRX 400, utilizando-se CDCl₃ ou DMSO como solventes e TMS como referência interna. Os espectros de massas foram obtidos em um espectrômetro V.G. Analytical ZAB-IF, operando a 70 eV, por impacto eletrônico.

Para as separações cromatográficas em coluna utilizou-se sílica gel 60 (70-230 mesh-ASTM, Merck). Para análises por cromatografia em camada delgada utilizou-se placas de silica gel Camlab-Polygram SILK/UV₂₅₄, com 0,25 mm de espessura e indicador de fluorescência UV₂₅₄.

Material vegetal

Pedaços de tronco de Ochroma lagopus Swartz foram coletados no Setor de Dendrologia do Departamento de Engenharia Florestal, no Campus da Universidade Federal de Viçosa-UFV em janeiro de 1993. A planta foi identificada no Setor de Dendrologia (exsicata n^o 2461) pelo professor Antônio Lelis Pinheiro do Departamento de Engenharia Florestal-UFV.

Extração e Isolamento dos Constituintes Químicos

As cascas foram removidas dos troncos de Ochroma lagopus, secadas à temperatura ambiente e então pulverizadas. O pó obtido (1,4 kg) foi submetido a extração com hexano em aparelho tipo Soxhlet por 72 h, resultando na obtenção de 13,5 g de um material oleoso e, então, com etanol, para obtenção de 21,0 g de um resíduo.

O extrato hexânico foi fracionado em coluna de sílica gel utilizando-se uma mistura de polaridade crescente, de hexano e éter dietílico, que levou à obtenção de uma fração de 9,1 g (67%). Esta fração é constituída de uma mistura de ácidos graxos e triacilglicerídeos, como indicado por seu espectro no infravermelho.

O extrato etanólico foi submetido a fracionamento em coluna cromatográfica em sílica gel eluída com hexano:éter dietílico (5:2), éter dietílico, acetato de etila:metanol (7:1) e metanol. Um total de 410 frações de 100 ml foram coletadas e combinadas em 17 grupos de acordo com suas similaridades em cromatografia de camada delgada (CCD). Vários grupos foram recromatografados em coluna de sílica gel e, após purificação por recristalização, obteve-se 100 mg de uma mistura de b-sitosterol (1) e estigmasterol (2), 200 mg de uma mistura de daucosterol (3) e estigmasterol-3-O-b-glicosídeo (4), 25 mg de manitol (5) e 70 mg de uma mistura de ácidos graxos.

As estruturas destes compostos foram elucidadas pela análise dos espectros no infravermelho (IV), de ressonância magnética de hidrogênio (RMN de ¹H) e de carbono 13 (RMN de ¹³C), HETCOR e pelo ponto de fusão (PF). A estutura do manitol foi ainda confirmada pela análise de seu acetato por cromatografia em fase gasosa (CG).

Hidrólise dos glicosídeos

Uma mistura dos glicosídeos 3 e 4 (5 mg) foi hidrolisada com 1 mL de MeOH : HCl 36% (1:1), a 100 ^oC por 15 minutos. O hidrolisado foi neutralizado com solução saturada de NaHCO₃ e o solvente evaporado. Extração com CHCl₃:H₂O (1:1)⁹ proporcionou a obtenção da fase orgânica contendo a aglicona e a fase aquosa contendo o açúcar, que foram comparados por CCD e CG, respectivamente, com amostras padrões.

Análise dos açúcares por CG

O açúcar proveniente da hidrólise dos glicosídeos foi reduzido a seu respectivo alditol e, posteriormente, acetilado para identificação por CG. O procedimento utilizado foi aquele descrito por Englyst et al.,⁷ com pequenas modificações.

Redução do Açúcar (obtenção do alditol): a 0,5 mL da fase aquosa resultante da hidrólise do glicosídeo adicionou-se NH₄OH 12 M (100 mL) em um tubo com tampa rosqueada, até o meio tornar-se básico. Em seguida, adicionou-se 100 mL de NaBH₄ (50 mg/mL de NH₄OH 3M), uma gota de octan-2-ol e deixou-se o tubo a 40 ^oC em banho de água, por 1 hora. Após a redução do açúcar, o excesso do NaBH₄ foi eliminado pela adição de ácido acético glacial (» 100 mL), até o meio tornar-se ácido.

Acetilação do Alditol: à solução resultante da etapa 1 adicionou-se 0,5 mL de 1-metilimidazol, 5,0 mL de anidrido acético, deixando a solução em repouso à temperatura ambiente por 10 min. Após este intervalo de tempo, adicionou-se 1 mL de etanol, seguido de agitação e repouso por 5 min, mantendo-se o tubo sempre fechado. Em seguida, adicionou-se 4 mL de água. Ao tubo, em banho de gelo, adicionou-se 4 mL de KOH 7,5 M e, depois de alguns minutos, mais 4 mL de KOH 7,5 M. Finalmente, o tubo foi agitado por inversão para separação das duas fases. Para melhor visualizar a separação das duas fases, foi adicionada uma gota de solução de azul de bromofenol 0,4% (em etanol). A fase orgânica foi então removida com auxílio de micro-pipeta e analisada por CG. Uma mistura contendo os açúcares glicose, galactose, manose, xilose, arabinose e ramnose também foi preparada, utilizando-se o mesmo procedimento, para comparação com a amostra.

Condições Cromatográficas: as análises dos açúcares na forma de seus alditóis-acetatos foram realizadas em um Cromatógrafo a Gás Shimadzu GC 14-A, equipado com um detector de ionização de chama (FID) acoplado a um registrador e integrador Chromatopac C-R6A da Shimadzu. A coluna utilizada foi uma empacotada SP 2330 de 2,1 m x 2 mm (di). O fluxo do gás de arraste (N₂) foi 20 mL/min. As temperaturas foram: do injetor, 250 ^oC, do detector, 250 ^oC e da coluna, 200 ^oC isotérmica durante 10 minutos e, então, programada na razão de 1 ^oC/min, até atingir a temperatura máxima de 220 ^oC, permanecendo isotérmica durante 10 min.

Análise dos ácidos graxos e triacilglicerídeos

A mistura de ácidos graxos e de triacilglicerídeos foi analisada por CG por meio dos respectivos ésteres metílicos e o método de preparo destes derivados foi aquele descrito por JHAM et al.¹³

Hidrólise: a 10 mg da amostra contida em um tubo de ensaio adicionou-se 1 mL de solução de KOH em MeOH (0,5 M) e aqueceu-se por 5 minutos a 100 ^oC;

Esterificação: à solução obtida adicionou-se 400 m L de HCl 36% : MeOH (4:1, v/v) e aqueceu-se novamente a 100 ^oC, por 5 minutos;

Extração dos ésteres metílicos: ao tubo resfriado adicionou-se 2 mL de H₂O e, em seguida, os derivados obtidos foram extraídos com hexano (2 x 3 mL). Após a extração, a fase orgânica foi secada com MgSO₄ anidro, filtrada e concentrada em evaporador rotatório. O resíduo obtido após completa remoção do solvente foi redissolvido em 1 mL de hexano e analisado por CG.

Os ácidos graxos livres também foram analisados por meio de seus respectivos ésteres metílicos e o preparo destes derivados foi baseado no procedimento descrito por Christie:⁵ 5 mg da amostra contidos em um tubo de ensaio foram dissolvidos em 0,3 mL de BF₃/MeOH (14 % de BF₃ em metanol, Sigma). O tubo foi aquecido a 60°C por 10 minutos e, então, resfriado, para posterior extração dos ésteres metílicos com hexano (2 x 3 mL). A fase orgânica foi separada, lavada com solução saturada de NaCl (2 x 5 mL), seca com Na₂SO₄ anidro e, finalmente, filtrada. A solução resultante foi concentrada à pressão reduzida, até completa remoção do solvente. Os ésteres metílicos obtidos foram redissolvidos em 1,0 mL de hexano e analisados por CG.

Condições Cromatográficas: as análises dos ácidos e ésteres graxos foram realizadas em um Cromatógrafo a Gás Shimadzu GC 17-A, equipado com injetor automático AOC-17 e detector de ionização de chama (FID) acoplado a um registrador e integrador (microcomputador) C-R7A Shimadzu. A coluna utilizada foi uma capilar LM 100 de 30 m x 0,32 mm (di). O fluxo do gás de arraste (N₂) foi 1,1 mL/min. As temperaturas do injetor, do detector, e da coluna foram 240 ^oC, 280 ^oC e 225 ^oC, respectivamente. A razão de split foi de 1/10 e a purga de 5 mL/min.

Resultados e discussão

Mistura de ácidos graxos e triacilglicerídeos

O espectro no infravermelho da fração (9,1 g) obtida do extrato hexânico da casca de O. lagopus, apresenta as principais absorções em 3500-2500 (n OH, de ácido), 2925 e 2850 (n -C-H), 1745 (n C=O, de éster), 1710 (n C=O, de ácido), 1470 e 1385 (d_s C-H), 1170 (n C-O) e 720 cm^-1 (d_s [CH₂]_n, n > 4), indicando tratar-se de uma mistura de ácidos graxos e triacilglicerídeos. Esta fração foi analisada por CG e revelou a presença de derivados dos ácidos palmítico (24%), esteárico (6%), oléico (32%) e linoléico (38%). As percentagens relativas apresentadas foram calculadas baseando-se nas áreas dos picos, que foram identificados por comparação com os tempos de retenção dos padrões e por co-injeções. O cromatograma desta fração pode ser observado na Figura 1.

Da fração do extrato etanólico, contendo 70 mg de ácidos graxos, foram identificados os ácidos palmítico (3,1%), esteárico (5,4%), oléico (0,8%), linoléico (0,5%), icosanóico (6,8%), henicosanóico (5,1%), docosanóico (26,9%), tricosanóico (17,9%) e tetracosanóico (24,0%), todos na forma de seus respectivos ésteres metílicos. Conforme pode ser verificado no cromatograma da Figura 2, além destes, dois outros ácidos, denominados A e B, com mais de 24 carbonos estão presentes nesta fração, nas proporções de 3,8 e 5,7 %, respectivamente. No entanto, eles não foram identificados.

Mistura de b-sitosterol (1) e estigmasterol (2). PF 130-132 oC (EtOH).

A fração contendo uma mistura b-sitosterol (1) e estigmasterol (2), na proporção de 80:20, foi identificada pela análise de seus espectros no IV, de massas e de RMN de ¹H e ¹³C, além da comparação com padrão autêntico, por CCD. A proporção de b-sitosterol e estigmasterol nesta mistura foi estimada pela análise do espectro de RMN de ¹H. Os dados de RMN de ¹H e ¹³C revelaram-se muito semelhantes àqueles registrados na literatura.^3,18,14

Mistura de daucosterol (3) e estigmasterol-3-O-b-D-glicosídeo (4). PF 246- 248 ^oC dec. (THF), sólido branco amorfo.

O espectro no IV da fração contendo 3 + 4 apresentou absorções de n O-H em 3.400 cm^-1, n -C-H em 2.960, 2.930 e 2.850 cm^-1 e n C-O em 1.080 e 1.030 cm^-1, revelando a sua natureza alifática.

O espectro de RMN de ¹H apresentou um padrão de multiplicidades e deslocamentos químicos muito semelhante àquele apresentado por uma mistura de b-sitosterol (1) + estigmasterol (2) isolada previamente do caule de O. lagopus.¹⁴ Além dos sinais de 1 e 2, este espectro mostrou também outros nove sinais, na região de d 2,89-4,90, característicos de açúcares.

Os sinais em d 4,87 (d, J = 4,74 Hz), d 4,85 (d, J = 4,74 Hz) e d 4,84 (d, J = 4,89 Hz) foram atribuídos a OH-2’, OH-3’ e OH-4’, baseado nas suas multiplicidades e no desaparecimento destes sinais quando o espectro foi obtido na presença de D₂O; o sinal em d 4,41 (t, J=5,80 Hz) foi atribuído a OH-6’; o sinal em d 4,22 (d, J=7,77 Hz), atribuído a H1’ e o sinal em d 3,64 (ddd, J₁=1,60; J₂ = 5,80 e J₃ = 10,49 Hz), atribuído a H6’a. Os demais sinais correspondentes ao açúcar apresentaram-se mais complexos e, em alguns casos, sobrepostos, dificultando as suas atribuições e a determinação de suas multiplicidades. O sinal de H6’b aparece em d @ 3,46 (m) parcialmente sobreposto pelo sinal de H3 de b-sitosterol + estigmasterol, que aparece em d @ 3,42. Os sinais de H3’, H4’ e H5’ aparecem como multipletos na região de d 3,15-2,98 e o sinal de H2’ aparece como um multipleto em d 2,90. Os demais sinais que aparecem neste espectro correspondem aos hidrogênios de b-sitosterol + estigmasterol e aqueles que puderam ser atribuídos foram H6 (d 5,33, d, J = 4,8 Hz, sit. + est.), H22 (d 5,16, dd, J₁ = 8,60 e J₂ = 15,00 Hz, est.), H23 (d 5,03, dd, J₁ = 8,60 e J₂ = 15,00 Hz, est.) e H3 (d 3,40-3,50, m, sit.+ est.).

Uma comparação dos dados de RMN de ¹H do açúcar, presente nesta mistura de glicosídeos, com valores da literatura^1,9 foi realizada e os valores foram estreitamente relacionados àqueles da glicose. Para confirmar a estrutura da glicose, a mistura foi hidrolisada e o açúcar obtido na fase aquosa foi reduzido e acetilado para comparação com um padrão, através de análise por CG. Esta análise confirmou ser, de fato, a glicose o açúcar presente nos glicosídeos.

O valor da constante de acoplamento entre H1’ e H2’ (J_1,2=7,77 Hz) permitiu concluir que se tratava da b-glicose, pois, no caso da a-glicose esta constante de acoplamento seria na faixa de 1-4 Hz. O valor observado mostrou-se de acordo com aquele previsto para a b-glicose, que é na faixa de 6-8 Hz.¹

O espectro de RMN de ¹³C confirmou a presença de seis correspondentes à glicose, além daqueles de b-sitosterol + estigmasterol. Os deslocamentos químicos destes sinais apresentaram-se de acordo com valores da literatura.¹¹

O ponto de fusão (246-248^oC, dec.) apresentou-se ligeiramente inferior ao valor da literatura⁴ para daucosterol (3), uma vez que este corresponde à aproximadamente 80 % desta mistura.

Manitol +(5). PF 165-166 ^oC (MeOH/H₂O); hexaacetato do manitol PF 121- 122 ^oC (EtOAc).

O espectro no IV apresentou absorções intensas de n O-H em 3400 e 3300 cm^-1, indicando que se tratava de um composto poliidroxilado e outras absorções de n -C-H em 2900 cm^-1 e de n C-O em 1100 e 1050 cm^-1. O espectro de RMN de ¹H (Figura 3) apresentou três sinais bem distintos na região de d 4,1 a 4,4 e outros quatro sinais na região de d 3,3 a 3,7, cada um correspondente a um hidrogênio.

O espectro de RMN de ¹³C apresentou apenas três sinais em d 71,2; 69, 6 e 63,7. O espectro HETCOR permitiu atribuir os sinais em d 4,39 (d, J=5,4 Hz), 4,32 (t, J=5,7 Hz) e 4,12 (d, J=7,0 Hz) a três hidroxilas (OH-2, OH-1 e OH-3, respectivamente), uma vez que estes não apresentaram qualquer correlação com os sinais de carbono presentes neste espectro. Além disso, este espectro também permitiu atribuir os sinais de carbono em d 63,7 a um CH₂ e os sinais em d 69, 6 e 71,2 a dois CH. Estes dados sugeriram que se tratava de um alditol simétrico de seis carbonos. Os dois hidrogênios associados ao carbono em d 63,7 foram atribuídos a H1 e H1’, e os seus sinais aparecem em d 3,61 (ddd, J₁=3,4; J₂=5,7 e J₃=10,7 Hz) e d 3,37 (m), respectivamente. Os sinais dos outros dois hidrogênios, H2 e H3, aparecem em d 3,45 (m) e d 3,54 (ddd).

No entanto, somente pelos espectros no IV, de RMN de ¹H e de ¹³C não foi possível afirmar a estereoquímica correta do alditol e, portanto, identificá-lo. Por comparação dos PF deste alditol (165-166^oC) e de seu hexaacetato (121-122^oC) com valores da literatura¹⁹ para os alditóis mais comumente encontrados em plantas ficou evidente que se tratava do manitol (5). A estrutura do manitol ainda foi confirmada por CG, por meio de seu hexaacetato, por comparação com uma amostra padrão.

Conclusão

Os compostos isolados da casca de O. lagopus são comumente encontrados em plantas e, portanto, não possuem grande significado quimiotaxonômico. No entanto, é interessante ressaltar que nenhuma cumarina e ou lignana presente no caule desta planta, foi encontrada na casca. Nenhum dos principais constituintes (alcalóides, flavonóides, ácidos graxos com anel ciclopropeno e derivados do naftaleno) isolados de várias outras espécies desta família¹⁷ foi também encontrado em Ochroma lagopus.

Agradecimentos:

Os autores expressam seus agradecimentos ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), pela concessão das bolsas de Pós-graduação (VFP) e de Pesquisas (LCAB e DPV) e também à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (Capes) e Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas Gerais (Fapemig) pelo suporte financeiro.

PAULA, V.F. de et al. Chemical constituents of the bark from Ochroma lagopus swartz (Bombacaceae). Ecl. Quím. (São Paulo), v.23, p.45-57, 1998.

ABSTRACT: Phytochemical investigation of the bark from Ochroma lagopus Swartz led to the isolation and or identification of a mixture of fatty acids and triacylglycerides, sitosterol (1), stigmasterol (2), daucosterol (3), stigmasterol-3-O-b-D-glycoside and mannitol (5).

KEYWORDS: Bombacaceae; Ochroma lagopus; fatty acids; steroids; mannitol; steroidal glycosides.

Referências Bibliográficas

1 AGRAWAL, P.K. NMR spectroscopy in the structural elucidation of oligosaccharides and glycosides. Phytochemistry, v.31, n.10, p.3307-30, 1992.

2 BECK, E. & HOPF, H. Branched-chain sugars and sugars alcohols. Methods Plant Biochem., v.2, p.235-8, 1990.

3 BREITMAIER, E. Structure Elucidation by NMR in Organic Chemistry. New York: Chapman & Hall, 1993. 265p.

4 BUCKINGHAM, J. Dictionary of natural products. 1.ed. v.5. London: Chapman & Hall, 1994. p.5258.

5 CHRISTIE, W. W. Lipid Analysis, 2.ed. Oxford: Pergamon Press, 1987. 207p.

6 CORREA, M. P. Dicionário de plantas úteis do Brasil e das exóticas cultivadas. v.5. Rio de Janeiro: Imprensa Nacional, 1984. 687p.

7 ENGLYST, H. N., CUMMINGS, J. H. Simplified method for the measurement of total non-starch polysaccharides by gas-liquid chromatography of constituent sugars as alditol acetates. Analyst, v.109, p.937-42, 1984.

8 GOULART, M.O.F., SANT'ANA, A.E.G., LIMA, R.A., CAVALCANTE, S.H., CARVALHO, M.G., BRAZ-FILHO, R. Fitoconstituintes químicos isolados de Jatropha elliptica. Atribuição dos deslocamentos químicos dos átomos de carbono e hidrogênio dos diterpenos jatrofolonas A e B. Quím. Nova, v.16, n.2, p.95-100, 1993.

9 HOBLEY, P. & HOWARTH, O. W. Ring ¹H and ¹³C NMR shifts in aldopyranose and aldofuranose monosaccharides: conformational analysis and solvent dependence. J. Chem. Soc. Perkin Trans.1. Submetido.

10 HUECK, K. As florestas da América do Sul. São Paulo: Editora Polígono, 1972. p. 131.

11 IRIBARREN, A. M., POMILIO, A. B. Components of Bauhinia candicans. J. Nat. Prod., v.46, n.5, p.752-3, 1983.

12 _______. Sitosterol 3-O-a-D-xyluronofuranoside from Bauhinia candicans. Phytochemistry, v.26, n.3, p.857-6, 1987.

13 JHAM, G. N., TELLES, F. F. F., CAMPOS, L. G. Use of aqueous HCl/MeOH as esterification reagent for analysis of fatty acids derived from soybean lipids. J. Amer. Org. Chem. Soc., v.59, n.3, p.132-3, 1982.

14 PAULA, V. F. Estudo Químico e da Interação Inseto-Planta em Ochroma lagopus Swartz. Viçosa, 1995. 134p. Tese (Mestrado) - Departamento de Química, Universidade Federal de Viçosa.

15 PAULA, V. F., BARBOSA, L. C. A., DEMUNER, A. J., CAMPOS, L. A. O., PINHEIRO, A. L. Entomotoxity of the nectar from Ochroma lagopus Swartz (Bombacaceae). Ciência e Cultura, v.49, n. 4, p. 274-7, 1997.

16 PAULA, V. F., BARBOSA, L. C. A., DEMUNER, A. J., HOWARTH, O. W., PILÓ-VELOSO, D. Constituintes químicos de Ochroma lagopus Swartz. Quim. Nova v.19, n.3, p.225-29, 1996.

17 PAULA, V. F., BARBOSA, L. C. A., DEMUNER, A. J., PILÓ-VELOSO, D. A química da família Bombacaceae. Quim. Nova, 1997. no prelo.

18 PAULA, V. F., BARBOSA, L. C. A., HOWARTH, O. W., DEMUNER, A. J., CASS, Q. B., VIEIRA, I. J. C. Lignans from Ochroma lagopus Swartz. Tetrahedron v.51, n.45, p.12453-62, 1995.

19 PEREZ-ARBELAEZ, E. Plantas Utiles de Colombia, 3.ed. Bogota: Camacho Roldan, 1956. 831p.

20 SCHERY, R. W. Plantas Utiles al Hombre, 1.ed. Madrid: Salvat Editores, 1956. 756p.

Recebido em 29.10.1997.

Aceito em 31.10.1997.

** Departamento de Química - ICEx - Universidade Federal de Minas Gerais - 31270-901 - Belo Horizonte - MG

*** Laboratório de Análise e Síntese de Agroquímicos (LASA) - Departamento de Química - Universidade Federal de Viçosa - 36571-000 - Viçosa - MG

**** Department of Chemistry - University of Warwick - Coventry - CV4 7AL - England - UK.

*

Parte da Tese de Doutoramento apresentada pelo primeiro autor ao Departamento de Química da UFMG.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  05 Maio 2000
• Data do Fascículo
  1998

Histórico

• Aceito
  31 Out 1997
• Recebido
  29 Out 1997