Efeito da temperatura do ar de secagem sobre o teor e a composição química do óleo essencial de Pectis brevipedunculata

Effect of drying-air temperature on content and chemical composition of the essential oil of Pectis brevipedunculata

Pectis brevipedunculata; lemon-scented grass; citral

ARTIGO

Efeito da temperatura do ar de secagem sobre o teor e a composição química do óleo essencial de Pectis brevipedunculata

Effect of drying-air temperature on content and chemical composition of the essential oil of Pectis brevipedunculata

Marcia Terezinha Ramos de Oliveira^I,*; Pedro Amorim Berbert^I; Carlos Roberto Ribeiro Matos^II; Leda Mathias^II; Rafaela Oliveira Moreira^II

^ILaboratório de Engenharia Agrícola, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Av. Alberto Lamego, 2000, 28013-602 Campos dos Goytacazes - RJ, Brasil

^IILaboratório de Química, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Av. Alberto Lamego, 2000, 28013-602 Campos dos Goytacazes - RJ, Brasil

ABSTRACT

Leaves and flower heads of P. brevipedunculata were submitted to four drying-air temperatures (room temperature, 40, 50 and 60 ºC). Room temperature (approximately 30 ºC) and higher temperature drying (50 and 60 ºC) had a deleterious effect on the essential oil content. The recommended drying-air temperature for the species is 40 ºC for it results in the same amount of essential oil observed in fresh cut plants. Overall, 13 components accounting for more than 92% of the total composition were identified. Citral was the major component, followed by α-pinene and limonene. The essential oil showed high toxicity against Artemia salina larvae.

Keywords:Pectis brevipedunculata; lemon-scented grass; citral.

INTRODUÇÃO

A família Asteraceae compreende 1.100 gêneros e cerca de 25.000 espécies que podem ser encontradas com frequência em regiões tropicais, subtropicais e temperadas, tanto ao nível do mar, como em montanhas, mas, na maioria das vezes, ocorrem em terrenos arenosos e rochosos.¹ A espécie Pectis brevipedunculata (Gardner) Sch. Bip., família Asteraceae e subfamília Asteroideae, é uma planta de porte pequeno, rica em óleo essencial e nativa de ambiente xerófilo. No município de Campos dos Goytacazes, RJ, esta espécie surge espontaneamente em gramados, terrenos sem uso e em campos não cultivados. Sua ocorrência foi também registrada na restinga de Carapebus, RJ, e nas regiões do alto e médio Araguaia, MS, o que, neste último caso, não coincide com outros levantamentos florísticos de ambientes alagados.²

Estudos sobre a composição química dos óleos essenciais das partes aéreas de outras espécies do gênero Pectis, P. apodocephala e P. oligocephala mostraram a presença de monoterpenos. Ambos foram testados em juvenis de segundo estádio recém- eclodidos (J2) do nematoide Meloidogyne incognita e em larvas do terceiro ínstar do mosquito Aedes aegypti. Os resultados mostraram que os óleos podem ser considerados potenciais agentes nematicida e larvicida naturais.³ O estudo comparativo do óleo essencial de três espécimens de P. brevipedunculata coletadas em três estados diferentes, Rio de Janeiro, Espírito Santo e Ceará, mostrou que os componentes majoritários são neral, geranial e limoneno.¹

Levantamentos preliminares feitos pelos autores revelaram que, em Campos dos Goytacazes, o chá da parte aérea de P. brevipedunculata é comumente usado pela população buscando efeito calmante. Ações calmantes e espasmódicas suaves são atribuídas ao citral que, de acordo com a literatura, é o principal componente da P. brevipedunculata.⁴

O estudo de plantas medicinais raras ou pouco conhecidas está sendo novamente considerado de alta relevância, devido à redescoberta de que o elo existente entre plantas e saúde humana tem sido responsável pelo lançamento de uma nova geração de produtos terapêuticos baseados no uso de insumos vegetais, o que inclui medicamentos fitoterápicos, drogas botânicas baseadas em sistemas multicomponentes, suplementos dietéticos e alimentos funcionais.⁵

A produção de drogas vegetais preconiza a observação de uma série de cuidados durante o processamento e entre eles incluem-se a secagem, o tipo de fragmentação mecânica e as condições de armazenamento.⁶ Na maioria dos casos, a secagem deve ser realizada imediatamente após a colheita, minimizando com isso as perdas de substâncias farmacológicas ativas que ocorrem devido à degradação enzimática associada à presença de água. Além disso, teores de água elevados favorecem o desenvolvimento de micro-organismos, comprometendo a qualidade do produto. A secagem permite também o armazenamento do produto por períodos prolongados e facilita seu transporte, contribuindo para regular a oferta e comercialização de plantas.⁷

No entanto, a secagem por convecção de plantas que contenham óleos essenciais sempre envolve determinado nível de risco, pois a fonte de calor utilizada e o consequente aumento na temperatura do ar de secagem podem interferir nos perfis da taxa de evaporação. A secagem realizada de forma inapropriada pode resultar na perda de componentes voláteis e reduzir tanto o valor terapêutico de determinada planta como a quantidade e qualidade de seu óleo essencial.

Considerando o uso potencial de P. brevipedunculata como medicinal e agente bioativo, o presente trabalho teve como objetivo avaliar o efeito da temperatura do ar de secagem no teor, composição e atividade citotóxica do óleo essencial dessa espécie, buscando as condições de secagem que preservem as características químicas e biológicas do óleo essencial.

PARTE EXPERIMENTAL

Coleta

O material vegetal foi coletado na área experimental do campus da Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), em Campos dos Goytacazes, RJ, onde a espécie ocorre espontaneamente. A coleta do material vegetal foi realizada em março de 2010, pela manhã, entre 7 e 8 h. Foram coletados aproximadamente 10 kg da parte aérea das plantas, utilizando tesoura de lâminas de aço inoxidável. Logo depois de colhido, o material foi transportado para o Laboratório de Engenharia Agrícola (LEAG), onde passou por limpeza e seleção manual, excluindo-se as partes atacadas por doenças ou pragas, qualquer outro vegetal ou material estranho, como também as partes velhas e secas. As folhas e capítulos florais foram separados manualmente das hastes, sendo posteriormente homogeneizados e acondicionados em frascos de vidro de 3.275 mL. Os frascos contendo o material vegetal foram fechados e vedados com Parafilm e armazenados em câmara do tipo B.O.D., a 10±1 ºC, de 18 h até 7 h e 30 min do dia seguinte. Os frascos foram então retirados do ambiente refrigerado e permaneceram sobre bancada por cerca de 2 h, para que o material vegetal entrasse em equilíbrio com a temperatura ambiente, quando teve início o processo de secagem.

Secagem

Para avaliar a influência da temperatura do ar de secagem sobre o teor e a composição do óleo essencial das folhas e capítulos florais de P. brevipedunculata empregou-se um secador de leito fixo, capaz de fornecer o ar de secagem em condições controladas de vazão e temperatura. O secador possui um ventilador centrífugo de 1,0 cv, um conjunto de resistências elétricas para aquecimento do ar, um inversor de frequência para alterar e controlar a rotação do motor do ventilador, um controlador de temperatura com microprocessador N 480, uma câmara plenum e um conjunto de esferas de vidro para diminuir a turbulência e uniformizar a velocidade do ar antes de sua entrada na câmara de secagem. O secador foi fabricado com paredes duplas de chapa de aço galvanizado, preenchidas com lã-de-vidro em toda sua extensão a partir da seção de aquecimento do ar. A câmara de secagem é composta por três bandejas circulares de 23 cm de d.i. e 5 cm de altura, com fundo de chapa de aço inoxidável perfurada. Cada bandeja foi preenchida com 100 g do material vegetal, perfazendo uma camada de cerca de 4 cm de espessura.

Os testes foram realizados empregando-se um único nível de velocidade do ar de secagem (0,5 m s^-1) e quatro níveis de temperatura (ambiente, 40, 50 e 60 ºC). A redução do teor de água das amostras foi monitorada por gravimetria, pesando-se o conjunto bandeja-amostra em intervalos regulares de 5 min nos primeiros 30 min, de 10 min até 120 min, de 15 min até 180 min e de 30 min a partir de 180 min, utilizando-se balança digital com grau de acurácia de 0,01 g, até que o material atingisse teor de água final de aproximadamente 10% (base úmida).

A velocidade do ar de secagem foi medida utilizando-se anemômetro de pás rotativas Airflow, posicionado na saída de cada uma das bandejas do secador. As leituras de velocidade e temperatura foram registradas ao final de cada pesagem. A temperatura do ar de secagem foi medida utilizando-se um termômetro de mercúrio, com divisão da escala igual a 1 ºC, que foi colocado logo abaixo da câmara de secagem. Terminada a secagem, parte da amostra foi utilizada para determinação do teor de água final utilizando-se o método padrão e a outra parte foi utilizada para extração do óleo essencial.

Determinação do teor de água

A determinação do teor de água foi realizada antes e depois de cada teste de secagem e antes de cada extração, utilizando balança digital com grau de acurácia de 0,1 mg. Esse procedimento foi realizado em estufa de circulação forçada de ar, marca Binder, modelo FED 240, a 103 ± 1 ºC por 24 h, de acordo com as especificações da Norma S358.2 proposta pela ASAE.⁸

Obtenção do óleo essencial

Utilizou-se destilador para óleos essenciais do tipo Clevenger (Marconi, modelo MA-553/2000), adaptado a um balão de fundo chato de 5.000 mL.⁹ O tempo de extração foi de 90 min, contado a partir do início da condensação. O óleo foi coletado com pipeta e a massa foi determinada em balança analítica com precisão de 0,1 mg; as amostras foram armazenadas em freezer a -20 ºC até o momento das análises.

Análises químicas

A análise do óleo essencial foi feita por meio de cromatografia em fase gasosa acoplada ao espectrômetro de massas (CG-EM), por espectroscopia de ressonância magnética nuclear de carbono-13 (RMN ¹³C) e por espectroscopia no infravermelho (IV). Na análise por meio de CG-EM utilizou-se aparelho Shimadzu - QP 5050 com coinjeção de padrão de hidrocarbonetos (C10 a C40). Para a identificação dos constituintes, foi empregada coluna capilar de sílica fundida DB-5, com 30 m de comprimento, d.i. de 0,25 mm, filme de 0,25 µm e gás carreador hélio. As condições de operação foram: pressão interna de 20,0 kPa, razão de split de 1:47, com fluxo de gás de 0,7 mL min^-1, com temperatura programada inicial de 35 ºC, taxa de aquecimento de 4 ºC min^-1 até 180 ºC, e 10 ºC min^-1 de 180 até 250 ºC; a temperatura do injetor foi de 250 ºC e, na interfase, de 280 ºC. As condições do espectrômetro de massas foram aquisição no modo scan, feita com tempo de aquisição de 45 min e corte do solvente em 3,5 min. A faixa de fragmentos detectados foi de 50 a 350 Daltons, com o detector de captura iônica operando por impacto eletrônico de 70 eV. Foi injetado 1 µL de cada amostra preparada com diluição de 12000 ppm, dissolvida em hexano, secas com sulfato de sódio anidro e filtradas. Os espectros obtidos foram comparados com a biblioteca de espectros de massas do equipamento de CG-EM.¹⁰ Os índices de Kovats foram calculados utilizando o padrão de hidrocarbonetos.¹¹

Na análise por meio da espectroscopia de RMN ¹³C utilizou-se espectrômetro Jeol Eclipse+, operando em frequência de 400 MHz para hidrogênio e em 100 MHz para carbono-13, clorofórmio deuterado (CDCl₃) como solvente e tetrametilsilano (TMS) como referência interna.

Na análise por meio de espectroscopia na região do IV, as amostras foram preparadas em filme na pastilha de KBr, utilizando-se espectrofotômetro Shimadzu Ira ffiinity-1.

Bioensaio de letalidade contra larvas de Artemia salina Leach

Para estabelecer a toxicidade do óleo essencial de P. brevipedunculata utilizou-se o ensaio de letalidade com o microcrustáceo Artemia salina Leach, que, por sua praticidade e simplicidade, tem utilização sistemática em laboratórios de pesquisa, com a vantagem de apresentar baixo custo, rapidez e não exigir técnicas assépticas.¹² As análises foram realizadas no Laboratório de Química de Produtos Naturais, LCQUI-UENF. Os ovos de Artemia salina foram colocados em um pequeno tanque contendo água do mar coletada na praia de Grussaí, município de São João da Barra, RJ. O tanque é dividido em dois compartimentos, com um dos lados coberto. Uma lâmpada de 40 W foi posicionada acima do lado aberto do tanque para atrair os nauplios. Depois de 48 h, os nauplios foram utilizados no bioensaio.

As amostras foram preparadas dissolvendo-se 50 mg de óleo essencial de dois tratamentos (planta in natura e secas a 40 ºC), e diluídas em um volume de 5 mL de H₂O:DMSO (3:2 v/v). Nos tubos de ensaio foram adicionadas alíquotas de 5, 10, 25, 50 e 100 µL da solução anterior, que foram diluídas a um volume final de 5 mL com água do mar. As concentrações finais foram 10, 20, 50, 100 e 200 µg mL^-1.

Para o controle positivo foram utilizadas soluções de dicromato de potássio (K₂Cr₂O₇), nas mesmas concentrações das amostras. Para o controle negativo foi utilizado o sistema de solventes H₂O:DMSO (3:2), a uma concentração de 200 µg mL^-1. Na avaliação do grau de toxicidade, 15 larvas recém-eclodidas de Artemia salina foram colocadas em cada um dos três tubos de ensaio contendo as soluções solubilizadas de óleo essencial e água do mar nas concentrações descritas. As análises foram realizadas em triplicata. Os tubos de ensaio foram mantidos sob iluminação e as larvas sobreviventes foram contadas após 24 h. Os valores de DL₅₀ foram calculados empregando-se o programa Finey Probit que determinou a dose letal para 50% da população de microcrustáceos.

Delineamento experimental e análise estatística

Foi utilizado o delineamento experimental inteiramente casualizado, com três repetições para cada temperatura do ar de secagem. Foram realizadas analise estatísticas de variância e testes de comparação de médias (Tukey), usando o programa para análise estatística SAEG^®.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

As folhas e capítulos florais de P. brevipedunculata foram secos até atingirem teor de água de aproximadamente 10% b.u. (base úmida), valor que está de acordo com o recomendado por diferentes farmacopeias, ou seja, entre 8 e 14% b.u.¹³ A secagem à temperatura ambiente (29,7 ± 1 ºC) teve duração de 5100 min. Quando se utilizou ar aquecido os períodos de secagem foram de 720, 120 e 50 min para as temperaturas de 40, 50 e 60 ºC, respectivamente. Observou-se que o tempo de secagem na temperatura ambiente foi significativamente maior que os valores observados nos tratamentos que usaram ar aquecido. Esse longo tempo de secagem aumenta consideravelmente o risco de desenvolvimento de micro-organismos no material vegetal e de degradação de componentes do óleo essencial, além da possível perda do óleo essencial por volatilização natural.

Apresentam-se, na Figura 1, o teor de óleo essencial das folhas e capítulos florais de P. brevipedunculata para cada um dos tratamentos utilizados. Na planta in natura, o teor de óleo essencial foi de 0,96%, em relação à massa de matéria seca. Nas plantas secas à temperatura ambiente, 40, 50 e 60 ºC, os valores correspondentes foram 0,36; 0,94; 0,29 e 0,17%, respectivamente. Observa-se que dentre os tratamentos de secagem, somente aquele realizado a 40 ºC apresentou rendimento de óleo essencial estatisticamente igual àquele da planta in natura. Os demais tratamentos apresentaram rendimentos consideravelmente menores e estatisticamente iguais, com reduções de 63 a 82%. Essas reduções podem ser atribuídas à volatilização de parte do óleo essencial durante o processo de secagem sob temperaturas mais altas (50 e 60 ºC) e a longa duração da secagem à temperatura ambiente (5100 min), visto que o óleo essencial, nesta espécie, é armazenado em cavidades subepidérmicas, próximas à superfície e associadas a processos de excreção.¹⁴ Os resultados obtidos no presente trabalho estão de acordo com estudos realizados com diferentes espécies medicinais, que também mostraram que o aumento na temperatura do ar de secagem causa considerável redução no teor de óleo essencial.^4,15,16 Ressalta-se que o teor de óleo essencial obtido para outras espécies medicinais que apresentam como principal componente o citral,^15,17 variou entre 0,1 e 0,6%, ou seja, valores inferiores aos relatados no presente trabalho (0,9%).

A análise por CG/EM do óleo essencial de folhas e capítulos florais de P. brevipedunculata proporcionou a identificação de 13 componentes, sumarizados na Tabela 1.

Os componentes majoritários do óleo essencial de P. brevipedunculata (Tabela 2) foram geranial (1) e neral (2); somados, esses dois constituintes representam aproximadamente 51% do óleo da planta in natura e 37 a 55% do óleo obtido das plantas secas nas quatro temperaturas estudadas. O terceiro componente de maior concentração foi o α-pineno (3), com teor variando de 17 a 30%, entre os tratamentos, seguido do limoneno (4), que variou de 7 a 14%. Observa-se que o total de componentes identificados no óleo essencial, em todos os tratamentos, não foi menor que 92% (Tabela 1). A composição do óleo essencial de P. brevipedunculata contendo citral como componente majoritário foi observada por outros autores.^1,4,18 Diferenças na composição do óleo essencial de uma mesma espécie podem acontecer em decorrência de fatores ambientais, da época do ano e do horário da coleta.¹⁹

Observa-se, ainda na Tabela 2, que os teores de geranial não apresentaram diferença significativa, aos 95% de probabilidade, entre os tratamentos; o teor de neral foi estatisticamente maior no produto seco a 40 ºC e menor no seco em ar ambiente (29,7 ºC). Nos demais tratamentos, não se observaram diferenças significativas. Os teores de α-pineno, bem como o de limoneno, foram significativamente maiores no produto seco em ar ambiente. As estruturas dos componentes majoritários apresentados na Tabela 2 encontram-se na Figura 2. A confirmação foi realizada pela interpretação dos dados dos espectros no IV, de RMN e comparação com dados da literatura.²⁰

As doses letais frente a larvas de A. salina Leach foram 36 µg mL^-1, para o óleo extraído da planta in natura, e 19 µg mL^-1 para o óleo extraído de plantas secas a 40 ºC. Isso demonstra que o óleo, tanto da planta in natura como da planta seca a 40 ºC, foi ativo frente às larvas de A. salina. Valores de DL₅₀< 10³ µg mL^-1 são considerados ativos para extratos brutos.²¹

CONCLUSÕES

A secagem por convecção, tanto em temperatura ambiente ( 30 ºC) quanto em altas temperaturas (50 e 60º C), teve efeito deletério sobre o teor de óleo essencial de folhas e capítulos florais de P. brevipedunculata. A temperatura do ar de secagem indicada para que se mantenha o teor de óleo essencial observado na planta in natura é de 40 ºC.

Foram identificados 13 componentes do óleo essencial de P. brevipedunculata, sendo o citral o componente majoritário, seguido do α-pineno e do limoneno. Suas estruturas foram confirmadas por meio de dados espectrométricos de RMN-¹H, ¹³C e IV.

O óleo extraído da planta in natura e da planta seca a 40 ºC apresentaram atividade contra larvas de A. salina Leach.

AGRADECIMENTOS

Ao apoio financeiro oferecido pelas seguintes instituições: CAPES, CNPq, FAPERJ, FINEP e International Foundation for Science (IFS).

REFERÊNCIAS

1. Marques, A. M.; Trindade, A. P. F.; Garcia, A. T. C.; Filho, H. C. A.; Esteves, R. L.; Kaplan, M. A. C.; Anais da 58ª Reunião Anual da Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, Florianópolis, Brasil, 2006.

2. Mendonça, C. B. F.; Esteves, V. G.; Esteves, R. L.; Hoehnea 2002, 29, 233; Lisbôa, R. M.; Bove, C. P.; Senna-Valle, L.; Anais do 3º Simpósio sobre Recursos Naturais e Sócio-econômicos do Pantanal, Corumbá, Brasil, 2000.

3. Albuquerque, M. R. J. R.; Costa, S. M. O.; Bandeira, P. N.; Santiago, G. M. P.; Andrade-Neto, M.; Silveira, E. R.; Pessoa, O. D. L.; An. Acad. Bras. Cienc. 2007, 79, 209.

4. Lorenzi, H.; Matos, F. J. A.; Plantas Medicinais no Brasil: Nativas e Exóticas, 1ª ed., Instituto Plantarum: São Paulo, 2002.

5. Agra, M. F.; Baracho, G. S.; Nurit, K.; Basílio, I. J. L. D.; Coelho, V. P. M.; J. Ethnopharmacol. 2007, 111, 383; Raskin, I.; Ribnicky, D. M.; Komarnytsky, S.; Ilic, N.; Poulev, A.; Borisjuk, N.; Brinker, A.; Moreno, D. A.; Ripoll, C.; Yakoby, N.; O'Neal, J. M.; Cornwell, T.; Pastor, I.; Fridlender, B.; Trends Biotechnol. 2002, 20, 522.

6. http://apps.who.int/tdr/publications/tdr-research-publications/operational-guidance/pdf/operational-guidance-eng.pdf, acessada em Outubro 2010 e Maio 2011.

7. Silva, F.; Casali, V. W. D.; Plantas Medicinais e Aromáticas: Pós-colheita e Óleos Essenciais, 1ª ed., Arte Livros: Viçosa, 2000; Silva, J. S.; Bebert, P. A.; Rufato, S.; Afonso, A. D. L. Em Secagem e Armazenamento de Produtos Agrícolas; Silva, J. S., ed.; Aprenda Fácil: Viçosa, 2008, cap. 4.

8. American Society of Agricultural Engineers - ASAE; Method S358.2. Moisture Measurement - Forages, EUA, 2000.

9. Skrubis, B. G.; Perfum. Flavor 1982, 7, 37; Ming, L. C.; Figueiredo, R. O.; Machado, S. R.; Andrade, R. M. C.; Acta Hortic. 1996, 426, 555.

10. Pontes, W. J. T.; Oliveira, J. C. S.; Câmara, C. A. G.; Quim. Nova 2007, 30, 838; Vieira Júnior, G. M.; Silva, H. R.; Bittencourt, T. C.; Chaves, M. H.; Quim. Nova 2007, 30, 1658.

11. Martinazzo, A. P.; Melo, E. C.; Barbosa, L. C. de A.; Soares, N. de F. F.; Rocha, R. P.; Randuz, L. L.; Berbert, P. A.; Applied Engineering in Agriculture 2009, 25, 543; Bonato, P. S. Em Introdução a Métodos Cromatográficos; Collins, H. C.; Braga, G. L.; Bonato, P. S., eds.; Ed. da Unicamp: Campinas, 1995, cap. 8.

12. Meyer, B. N.; Ferrigni, N. R.; Putnam, J. F.; Jacobsen, L. B.; Nichols, D. E.; McLaughlin, J. L.; Planta Med. 1982, 45, 31.

13. Farias, M. R. Em Avaliação da Qualidade de Matérias-Primas Vegetais; Simões, C. M. O.; Schenkel, E. P.; Gosmann, G.; Mello, J. C. P.; Mentz, L. A.; Petrovick, P. R., eds.; Eds. da UFRGS e UFSC: Porto Alegre/Florianópolis, 2003.

14. Azevedo, C. S.; Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2007.

15. Barbosa, F. F.; Melo, E. C.; Botelho, F. M.; Santos, R. H. S.; Quim. Nova 2006, 29, 1221.

16. Martinazzo, A. P.; Tese de Doutorado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2006; Blank, A. F.; Fontes, S. M.; CarvalhoFilho, J. L. S.; Alves, P. B.; Silva-Mann, R.; Mendonça, M. C.; Arrigoni-Blank, M. F.; Rodrigues, M. O.; Rev. Bras. Plant. Med. 2005, 8, 73; Diaz-Maroto, M. C.; Palomo, E. S.; Castro, L.; Vinas, M. A.; Perz-Coelho, M. S.; J. Sci. Food Agric. 2004, 84, 2070; Lemos, D. R. H.; Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2008; Radünz, L. L.; Melo, E. C.; Berbert, P. A.; Barbosa, L. C. A.; Rocha, R. P.; de Grandi, A. M.; Rev. Bras. Armazenamento 2002, 27, 09.

17. Gomes, E. C.; Ming, L. C.; Moreira, E. A.; Miguel, O. G.; Miguel, M. D.; Kerber, V. A.; Conti, A.; Filho, A. W.; Rev. Bras. Farm. 1993, 74, 29; Zoghbi, M. G. B.; Andrade, E. H. A.; Santos, A. S.; Silva, M. H. L.; Maia, J. G. S.; Flavour Fragr. J. 1998, 13, 47; Lorenzo, D.; Paz, D.; Davies, P.; Vila, R.; Cañigueral, S.; Dellacasa, E.; Flavour Fragr. J. 2001, 16, 356; Senatore, F.; Rigano, D.; Flavour Fragr. J. 2001, 16, 169.

18. Trindade, A. P. F.; Garcia, A. T. C.; Marques, A. M.; Filho, H. C. A.; Lima, M. C. H. P.; Esteves, R. L.; Kaplan, M. A. C.; Anais da 57ª Reunião Anual da Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, Fortaleza, Brasil, 2005.

19. Adzet, T.; Ponz, R.; Wolf, E.; Schulte, E.; Planta Med. 1992, 58, 562; Singh, R. D.; Gopichand-Meena, R. L.; Sharma, B.; Singh, B.; Kaul, V. K.; Ahuja, P. S.; Ind. Crops Prod. 2010, 32, 292; Hassiotis, C. N.; Lazari, D. M.; Vlachonasios, K. E.; Fresenius Environ. Bull. 2010, 19, 1491.

20. Lambert, J. B.; Shurvell, H. F.; Lightner, D. A.; Cooks, R. G.; Organic Structural Spectroscopy, Prentice Hall: New Jersey, 1998; Furlan, M. R.; Martins, R. C. C.; Rodrigues, E.; Scalco, N.; Negri, G.; Lago, J. H. G.; Rev. Bras. Farmacogn. 2010, 20, 686; Comai, S.; Dall'Acqua, S.; Grillo, A.; Castagliuolo, I.; Gurung, K.; Innocenti, G.; Fitoterapia 2010, 81, 11; Pihlasalo, J.; Klika, K. D.; Yu-Murzin, D.; Nieminen, V.; J. Mol. Struct. 2007, 814, 33; Lago, J. H. G.; Fávero, O. A.; Romoff, P.; J. Braz. Chem. Soc. 2006, 17, 1334.

21. McLaughin, J. L.; Colman-Saizarbitoria, T.; Anderso, J. E.; Rev. Soc. Venez. Quim. 1995, 18, 13.

Recebido em 24/11/10; aceito em 21/2/11; publicado na web em 12/5/11

• 1. Marques, A. M.; Trindade, A. P. F.; Garcia, A. T. C.; Filho, H. C. A.; Esteves, R. L.; Kaplan, M. A. C.; Anais da 58Ş Reunião Anual da Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, Florianópolis, Brasil, 2006.
• 2. Mendonça, C. B. F.; Esteves, V. G.; Esteves, R. L.; Hoehnea 2002, 29, 233;
• Lisbôa, R. M.; Bove, C. P.; Senna-Valle, L.; Anais do 3ş Simpósio sobre Recursos Naturais e Sócio-econômicos do Pantanal, Corumbá, Brasil, 2000.
• 3. Albuquerque, M. R. J. R.; Costa, S. M. O.; Bandeira, P. N.; Santiago, G. M. P.; Andrade-Neto, M.; Silveira, E. R.; Pessoa, O. D. L.; An. Acad. Bras. Cienc. 2007, 79, 209.
• 4. Lorenzi, H.; Matos, F. J. A.; Plantas Medicinais no Brasil: Nativas e Exóticas, 1Ş ed., Instituto Plantarum: São Paulo, 2002.
• 5. Agra, M. F.; Baracho, G. S.; Nurit, K.; Basílio, I. J. L. D.; Coelho, V. P. M.; J. Ethnopharmacol 2007, 111, 383;
• Raskin, I.; Ribnicky, D. M.; Komarnytsky, S.; Ilic, N.; Poulev, A.; Borisjuk, N.; Brinker, A.; Moreno, D. A.; Ripoll, C.; Yakoby, N.; O'Neal, J. M.; Cornwell, T.; Pastor, I.; Fridlender, B.; Trends Biotechnol 2002, 20, 522.
• 6. http://apps.who.int/tdr/publications/tdr-research-publications/operational-guidance/pdf/operational-guidance-eng.pdf, acessada em Outubro 2010 e Maio 2011.
  » link
• 7. Silva, F.; Casali, V. W. D.; Plantas Medicinais e Aromáticas: Pós-colheita e Óleos Essenciais, 1Ş ed., Arte Livros: Viçosa, 2000;
• Silva, J. S.; Bebert, P. A.; Rufato, S.; Afonso, A. D. L. Em Secagem e Armazenamento de Produtos Agrícolas; Silva, J. S., ed.; Aprenda Fácil: Viçosa, 2008, cap. 4.
• 8. American Society of Agricultural Engineers - ASAE; Method S358.2. Moisture Measurement - Forages, EUA, 2000.
• 9. Skrubis, B. G.; Perfum. Flavor 1982, 7, 37;
• Ming, L. C.; Figueiredo, R. O.; Machado, S. R.; Andrade, R. M. C.; Acta Hortic. 1996, 426, 555.
• 10. Pontes, W. J. T.; Oliveira, J. C. S.; Câmara, C. A. G.; Quim. Nova 2007, 30, 838;
• Vieira Júnior, G. M.; Silva, H. R.; Bittencourt, T. C.; Chaves, M. H.; Quim. Nova 2007, 30, 1658.
• 11. Martinazzo, A. P.; Melo, E. C.; Barbosa, L. C. de A.; Soares, N. de F. F.; Rocha, R. P.; Randuz, L. L.; Berbert, P. A.; Applied Engineering in Agriculture 2009, 25, 543;
• Bonato, P. S. Em Introdução a Métodos Cromatográficos; Collins, H. C.; Braga, G. L.; Bonato, P. S., eds.; Ed. da Unicamp: Campinas, 1995, cap. 8.
• 12. Meyer, B. N.; Ferrigni, N. R.; Putnam, J. F.; Jacobsen, L. B.; Nichols, D. E.; McLaughlin, J. L.; Planta Med 1982, 45, 31.
• 13. Farias, M. R. Em Avaliação da Qualidade de Matérias-Primas Vegetais; Simões, C. M. O.; Schenkel, E. P.; Gosmann, G.; Mello, J. C. P.; Mentz, L. A.; Petrovick, P. R., eds.; Eds. da UFRGS e UFSC: Porto Alegre/Florianópolis, 2003.
• 14. Azevedo, C. S.; Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2007.
• 15. Barbosa, F. F.; Melo, E. C.; Botelho, F. M.; Santos, R. H. S.; Quim. Nova 2006, 29, 1221.
• 16. Martinazzo, A. P.; Tese de Doutorado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2006;
• Blank, A. F.; Fontes, S. M.; CarvalhoFilho, J. L. S.; Alves, P. B.; Silva-Mann, R.; Mendonça, M. C.; Arrigoni-Blank, M. F.; Rodrigues, M. O.; Rev. Bras. Plant. Med. 2005, 8, 73;
• Diaz-Maroto, M. C.; Palomo, E. S.; Castro, L.; Vinas, M. A.; Perz-Coelho, M. S.; J. Sci. Food Agric 2004, 84, 2070;
• Lemos, D. R. H.; Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Viçosa, Brasil, 2008;
• Radünz, L. L.; Melo, E. C.; Berbert, P. A.; Barbosa, L. C. A.; Rocha, R. P.; de Grandi, A. M.; Rev. Bras. Armazenamento 2002, 27, 09.
• 17. Gomes, E. C.; Ming, L. C.; Moreira, E. A.; Miguel, O. G.; Miguel, M. D.; Kerber, V. A.; Conti, A.; Filho, A. W.; Rev. Bras. Farm. 1993, 74, 29;
• Zoghbi, M. G. B.; Andrade, E. H. A.; Santos, A. S.; Silva, M. H. L.; Maia, J. G. S.; Flavour Fragr. J. 1998, 13, 47;
• Lorenzo, D.; Paz, D.; Davies, P.; Vila, R.; Cañigueral, S.; Dellacasa, E.; Flavour Fragr. J. 2001, 16, 356;
• Senatore, F.; Rigano, D.; Flavour Fragr. J. 2001, 16, 169.
• 18. Trindade, A. P. F.; Garcia, A. T. C.; Marques, A. M.; Filho, H. C. A.; Lima, M. C. H. P.; Esteves, R. L.; Kaplan, M. A. C.; Anais da 57Ş Reunião Anual da Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, Fortaleza, Brasil, 2005.
• 19. Adzet, T.; Ponz, R.; Wolf, E.; Schulte, E.; Planta Med 1992, 58, 562;
• Singh, R. D.; Gopichand-Meena, R. L.; Sharma, B.; Singh, B.; Kaul, V. K.; Ahuja, P. S.; Ind. Crops Prod. 2010, 32, 292;
• Hassiotis, C. N.; Lazari, D. M.; Vlachonasios, K. E.; Fresenius Environ. Bull 2010, 19, 1491.
• 20. Lambert, J. B.; Shurvell, H. F.; Lightner, D. A.; Cooks, R. G.; Organic Structural Spectroscopy, Prentice Hall: New Jersey, 1998;
• Furlan, M. R.; Martins, R. C. C.; Rodrigues, E.; Scalco, N.; Negri, G.; Lago, J. H. G.; Rev. Bras. Farmacogn 2010, 20, 686;
• Comai, S.; Dall'Acqua, S.; Grillo, A.; Castagliuolo, I.; Gurung, K.; Innocenti, G.; Fitoterapia 2010, 81, 11;
• Pihlasalo, J.; Klika, K. D.; Yu-Murzin, D.; Nieminen, V.; J. Mol. Struct. 2007, 814, 33;
• Lago, J. H. G.; Fávero, O. A.; Romoff, P.; J. Braz. Chem. Soc. 2006, 17, 1334.
• 21. McLaughin, J. L.; Colman-Saizarbitoria, T.; Anderso, J. E.; Rev. Soc. Venez. Quim. 1995, 18, 13.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  12 Set 2011
• Data do Fascículo
  2011

Histórico

• Aceito
  21 Fev 2011
• Recebido
  24 Nov 2010