PERFIL DOS COMPONENTES VOLÁTEIS PRODUZIDOS PELO FUNGO FITOPATÓGENO Albonectria rigidiuscula EM DIFERENTES CONDIÇÕES DE CULTIVO

VOLATILE COMPONENTS PROFILE PRODUCED BY THE PHYTOPATHOGENIC FUNGUS Albonectria rigidiuscula IN DIFFERENT CONDITIONS CULTURE

Resumo

The VOCs produced by the Albonectria rigidiuscula fungus in different conditions were obtained by headspace-solid phase microextraction (HS-SPME) and analyzed by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). Fourty-four VOCs were identified in different culture media and incubation periods. The highest production of VOCs occurred in solid rice medium and 14 days of incubation. The compounds 3-methylbutan-1-ol, 2-methylbutan-1-ol, γ-muurolene and nerolidol acetate were produced by A. rigidiuscula in all culture conditions. γ-Muurolene was identified as the major compound (40.78%, 26.24% and 27.04%) in PD medium and it was suggested as a chemical marker for this fungus. The use of multivariate data analysis (PCA) and (HCA) allowed the discrimination of the volatile chemical profiles according to the culture medium.

Keywords:
Albonectria rigidiuscula; VOCs; HS-SPME; multivariate analysis

INTRODUÇÃO

Albonectria rigidiuscula (Berk. & Br.) Ross. & Sam., sin. Calonectria rigidiuscula e Nectria rigidiuscula (Nectriaceae) é um fungo fitopatógeno que tem como anamorfo o fungo Fusarium decemcellulare.¹ A espécie A. rigidiuscula é comum em países tropicais, sendo descrita também na China.^2-4 No Brasil esta espécie é causadora da cancrose da pinha (Annona squamosa L.) e compromete o cultivo dessa cultura no cerrado de Goiás, Minas Gerais e Distrito Federal. Neste caso, a infecção da planta é iniciada por conídios ou esporos do anamorfo F. decemcellulare ou por ascósporos de A. rigidiuscula. Após o estabelecimento da fitopatologia e formação do cancro, a resposta desencadeada pela planta infectada faz com que o anamorfo F. decemcellulare, em estágio envelhecido, passe a produzir a sua fase teleomorfa ou perfeita, transformando-se em A. rigidiuscula.⁵

O anamorfo F. decemcellulare também está relacionado com importantes fitopatologias, tais como morte de ponteiras, cancrose, galhas, podridão dos frutos, cancro-do-ramo e superbrotamento de plantas das famílias Anacardiaceae, Annonaceae, Sterculiaceae, Malvaceae, Apocynaceae, Euphorbiaceae, Meliaceae, Moraceae e Myrtaceae.⁵ Exemplo de dano causado na agricultura foi relatado por Qi et al., no qual durante os anos de 2009 e 2011 uma doença causada por F. decemcellulare comprometeu significativamente o cultivo de manga (Mangifera indica) na China.⁶ A partir do cultivo de A. rigidiuscula em meio fermentativo de arroz foram isolados quatro derivados de pirrolidinona com potencial citotóxico.³ Para o anamorfo F. decemcellulare foram identificados 10 pigmentos naftoquinônicos, sendo sua biossíntese influenciada diretamente pelas condições de cultivo.⁷ Não há relatos de estudos relacionados à produção de compostos orgânicos voláteis (COVs) por A. rigidiuscula ou seu anamorfo.

Em nosso grupo de pesquisa temos investigado a produção de COVs como uma ferramenta auxiliar na discriminação de fungos da família Botryosphaeriaceae. Nos estudos são combinadas técnicas de microextração em fase sólida por headspace (HS-SPME), análise por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas (CG-EM) e análise multivariada de dados (PCA e HCA).⁸

Sabendo-se que a produção de COVs por espécies fúngicas ocorre através de mecanismos diversificados em função das diferentes fontes de carbono ou nitrogênio,⁹ neste trabalho, descreve-se a investigação do perfil de COVs produzidos pelo fungo fitopatógeno A. rigidiuscula cultivado em quatro meios de cultura diferentes e em três períodos de incubação; usando a HS-SPME como técnica de extração, a CG-EM como técnica de análise e a PCA/HCA como ferramenta quimiométrica para tratamento de dados.

EXPERIMENTAL

Obtenção e identificação do fungo

Uma cepa do fungo A. rigidiuscula foi isolada a partir de ramos de Psidium guajava com sintomas de seca descendente, coletada no bioma Caatinga, Crato-CE (S 07°13'38"; W 39°26'20"), Brasil e encontra-se depositada no laboratório de Fitopatologia da Embrapa Agroindústria Tropical - CNPAT sob a supervisão do Dr. Francisco das Chagas Oliveira Freire.

A identificação do fungo se deu através de biologia molecular, com DNA extraído a partir do micélio de uma cepa, utilizando kit de isolamento UltraClean Microbial DNA da Mo-Bio laboratories. Fragmentos contendo o gene do RNA ribosomal 26S, grande subunidade D1 e D2 região (LSU) foram amplificados utilizando os primers LR0R (ACCCGCTGAACTTAAGC) e LR5 (TCCTGAGGGAAACTTCG). Fragmentos contendo o espaçador transcrito interno 1 e 2 e o gene 5.8.S (ITS) foram amplificados utilizando primers LS266 (GCATTCCCAAACAACTCGACTC) e V9G (TTACGTCCCTTTGTA). Fragmentos contendo o fragmento parcial do gene betatubulina (BT) foram amplificados utilizando primers BT2a (GGTAACCAAATCGGTGCTGCTTTC) e BT2b (ACCCTCAGTGTAGTGACCCTTGGC). Fragmentos contendo o fragmento parcial do gene de actina (ACT) foram amplificados utilizando primers ACT-512F (ATGTGCAAGGCCGGTTTCGC) e ACT-783R (TACGAGTCCTTCTGGCCCAT). Fragmentos contendo o Translocation Elongation Factor 1 alfa (TEF) foram amplificados utilizando primers EF1-728F (CATCGAGAAGTTCGAGAAGG) e EF2 (AACTTGCAGGCAATGTGG). Os fragmentos foram sequenciados com o kit de sequenciamento ABI Prim^® Big DyeTM Terminator v.3.0 ready Reaction Cycle. As amostras foram analisadas em analisador genético ABI PRISM 3700 Genetic Analyzer e os contigs foram montados utilizando as sequências de avanço e retrocesso com o programa SeqMan da LaserGene package. Uma análise multigênica foi realizada comparando as sequências no GenBank, on http://www.cbs.knaw.nl/ e na base de dados interna da CBS com as espécies mais recentes.

Meios de cultura e materiais

Caldo de batata dextrose (BD) foi adquirido da Himedia^® (Mumbai, India) e preparado de acordo com instruções do fabricante (24,0 g L^-1, pH 5,1±0,2). O meio peptona foi obtido da Sigma-Aldrich^® (St. Louis, USA). O meio semi-sólido batata dextrose agar (BDA) foi obtido da Himedia^® (Mumbai, India) e preparado de acordo com instruções do fabricante. O meio sólido foi preparado com arroz "Uncle Bens"^® (10 g) adicionado em um frasco de vidro de 40 mL, juntamente com 8,4 mL de água destilada e autoclavado por 45 min a 15 lbs (121 ºC). Os vials de vidro (40 mL) com tampas de rosca e septos de PTFE/silicone e as fibras de polidimetilsiloxano (PDMS 100 µm) e polidimetilsiloxano/divinilbenzeno (PDMS/DVB 65 µm) foram obtidas da Sigma-Aldrich^® (St. Louis, USA). As placas de Petri estéril descartáveis (90 x 15 mm) foram adquiridas da J. Prolab^® (São José dos Pinhais, Brasil). A mistura de n-alcanos saturados C₇-C₃₀ foi obtida da Sigma-Aldrich^® (St. Louis, USA).

Cultivo do fungo e extração dos COVs

A cepa de fungo foi inoculada em placas de Petri contendo meio BDA e incubada durante 7 dias a 25 ºC para assegurar que tinha a mesma idade. Um pellet (6 mm de diâmetro) da cepa foi transferido para frascos (40 mL) contendo 10 mL de BD, BDA, Peptona ou grãos de arroz (10 g) e imediatamente selados com septos de PTFE/silicone e tampas roscadas. Após incubação durante 7, 14 e 21 dias a 25 ºC sob condições estáticas, os frascos foram colocados em banho de etileno glicol a 60 ºC e os COVs foram extraídos por 10 min por HS-SPME utilizando uma fibra PDMS/DVB colocada acima (cerca de 1 cm) da superfície da cultura fúngica. Em seguida, a fibra foi removida e inserida na CG-EM a 250 ºC durante 4 min para a dessorção dos COVs. Utilizou-se como controle (brancos) os frascos contendo apenas os meios de cultivo sem adição do fungo. Para a otimização das condições HS-SPME foi realizado um planejamento com duas variáveis quantitativas em dois níveis (temperatura: 50 e 60 ºC e tempo de extração: 10 e 20 min), em duplicata, e uma variável qualitativa (tipo de fibra: PDMS e PDMS/DVB). Foram realizados 24 experimentos, sendo 16 com o fungo e 8 controles. A análise estatística foi realizada utilizando-se o programa Quality Tools: Statistics in Quality Science.¹⁰

Análises de CG-EM

As análises de CG-EM foram realizadas em um cromatógrafo a gás (Shimadzu, modelo QP-2010 Ultra), equipado com detector seletivo de massas, com auto injetor (Shimadzu, modelo AOC-20i), com coluna capilar de sílica fundida RTX-5MS^® (Bellefonte, USA), (5% de dimetilsiloxisano), com dimensões 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm. A programação de temperatura do forno CG consistiu em 25 °C durante 2 min (período de dessorção), 20 ºC/min, até 195 ºC, 10 ºC min^-1 até 220 ºC, 20 ºC min^-1 até 280 ºC. Os parâmetros instrumentais foram: temperatura do injetor de 250 ºC; modo de injeção split de 1:5; vazão volumétrica da fase móvel de 1,7 mL min^-1; temperatura do detector de 250 ºC.

Os COVs produzidos por A. rigidiuscula sob diferentes condições foram identificados pela comparação dos espectros de massa obtidos com os de bibliotecas espectrais de massa (Adams,¹¹ Pherobase¹² e NIST¹³), bem como dos índices de retenção calculados baseados na cromatografia gasosa com programação linear de temperatura¹⁴ com os da literatura.^12,13 Os n-alcanos (C₇-C₃₀, Sigma-Aldrich^®) foram utilizados como pontos de referência no cálculo dos índices de retenção linear.

Análise multivariada de dados

Os constituintes voláteis, extraídos por HS-SPME e identificados por CG-EM, foram submetidos a análises de PCA e HCA, utilizando o software livre R Project da R Foundation for Statistical Computing^®.¹⁰ Os dados analisados correspondem às médias das injeções em triplicata e o arranjo matricial foi constituído por doze linhas (número de condições de cultivo) e quarenta e quatro colunas (compostos identificados). Para o HCA utilizou-se a distância euclidiana como coeficiente de dissimilaridade e o agrupamento foi feito pelo método de associação média (Ward), com a opção de truncamento automático para definir os conglomerados e obter o dendrograma.¹⁵

RESULTADOS E DISCUSSÃO

A extração de compostos voláteis por HS-SPME produzidos pelo fungo A. rigidiuscula em diferentes condições de cultivo foi otimizada através de planejamento experimental 2³, considerando-se temperatura (50 e 60 ° C), tempo de extração (10 e 20 min) e tipo de fibra (PDMS e PDMS/DVB) como variáveis. Como resultado, obteve-se o maior número de COVs detectados quando o experimento foi realizado a 60 ° C, 10 min e com a fibra PDMS/DVB.

Conforme mostrado no gráfico de Pareto (Figura 1), a temperatura (A) foi a variável, que isoladamente apresentou maior influência na extração de COVs, mostrando que a otimização das condições de extração de VOCs por HS-SPME é necessária. De acordo com dados da literatura,^8,16 a temperatura e o tempo afetam a eficiência de extração, alterando a cinética de transferência de massa dos compostos voláteis entre as diferentes fases do sistema, bem como a termodinâmica que descreve o equilíbrio de partição dos COVs.

Figura 1
Gráfico de Pareto dos efeitos da temperatura (A), tipo de fibra (B) e tempo (C) na extração de COVs por HS-SPME do fungo A. rigidiuscula

Foram utilizados dois meios de cultivo líquidos, sendo um rico em carbono (BD sintético) e outro rico em carbono e nitrogênio (peptona sintético), um meio semi-sólido (BDA) e um meio sólido (arroz). Em todos os casos, A. rigidiuscula foi cultivado em três períodos distintos (7, 14 e 21 dias), sendo as extrações e análises de COVs realizadas no final de cada período.

A condição que apresentou a maior produção de COVs foi o cultivo de A. rigidiuscula em arroz durante 14 dias de incubação, sendo produzidos 32 compostos voláteis. No entanto, neste meio, houve uma diminuição na produção destes compostos com 21 dias de incubação. O cultivo de A. rigidiuscula em BD com 7 dias de incubação apresentou a menor produção de compostos voláteis, totalizando 7 COVs. Contudo, neste mesmo meio, houve um aumento crescente de COVs diretamente proporcional ao aumento do período de incubação, sendo observada a produção máxima de 28 COVs em 21 dias de incubação. Para os meios peptona e BDA não houve variações significativas na produção de COVs (Figura 2).

Figura 2
Produção de COVs pelo fungo A. rigidiuscula em diferentes con dições: BD (● 7, 14 e 21 dias), peptona (▲ 7, 14 e 21 dias), BDA (■ 7, 14 e 21 dias) e arroz (＊ 7, 14 e 21 dias), sendo n=3

Utilizando-se as condições otimizadas de extração por HS-SPME, após análise por CG-EM, foram identificados 44 COVs, os quais não foram observados nos cultivos controles (Tabela 1). A maioria dos compostos identificados pertence às classes dos sesquiterpenos (7 não oxigenados e 3 oxigenados) e monoterpenos (6 oxigenados). Além desses, foram identificados hidrocarbonetos de baixa massa molecular (4), hidrocarbonetos aromáticos (4), álcoois de baixa massa molecular (3), aldeídos (2), cetonas (2), ésteres de baixa e média massa molecular (5), compostos aromáticos oxigenados (5) e ésteres etílicos de ácidos graxos (3).

Tabela 1
Constituintes químicos voláteis identificados do fungo A. rigidiuscula em diferentes condições de cultivo, sendo as replicatas (n=3) referentes a cada cultivo.

Composto	IR1	IR2	BD7	BD14	BD21	PEP7	PEP14	PEP21	BDA7	BDA14	BDA21	Arroz7	Arroz14	Arroz21
3-Metilbutan-1-ol	737	738	20.96±3.48	11.97±1.46	12.36±1.22	7.28±2.28	8.57±0.48	10.01±1.36	11.15±2.26	5.22±2.78	8.38±1.36	2.57±1.36	3.53±0.12	4.57±2.24
2-Metilbutan-1-ol	740	755	8.84±0.03	6.86±0.23	7.88±0.41	9.77±2.38	7.28±0.12	13.64±1.63	8.72±4.15	4.04±0.28	4.53±0.71	1.24±0.33	1.24±0.33	0.97±0.77
Octano	783	800	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.72±0.28	-	0.81±0.56
Etilbenzeno	858	858	-	-	-	-	-	-	-	-	1.73±0.58	-	-	-
Acetato de 3-metilbutila	880	876	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.65±0.07	-
Acetato de 2-metilbutila	882	887	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.47±0.32	-
Estireno	889	890	-	-	-	-	-	-	-	-	-	2.14±1.11	1.13±1.02	0.96±0.40
Heptan-1-ol	977	969	-	-	-	-	0.32±0.23	0.79±0.23	-	-	-	-	0.40±0.24	0.42±0.18
Octan-3-ona	989	984	-	-	-	-	-	-	-	-	-	2.13±1.38	3.46±2.30	6.12±1.87
1,2,4-Trimetilbenzeno	990	985	-	-	-	-	-	-	-	-	1.87±1.59	-	-	-
Eucaliptol	1030	1032	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.79±0.67	1.32±0.81	1.25±0.76
(E)-Oct-2-enal	1061	1057	-	-	0.42±0.22	-	-	-	-	-	-	-	-	-
4-Etilanisol	1115	1110	-	-	-	-	-	-	-	-	12.07±1.65	0.82±0.53	25.30±15.0	-
2-Feniletanol	1118	1121	19.28±2.06	20.38±2.06	26.40±0.63	7.26±1.58	12.25±1.05	21.94±1.37	14.09±2.90	2.73±0.82	-	10.45±0.57	2.36±1.36	3.74±2.63
Acetato de octan-3-ila	1126	1126	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.27±0.02	-
4-Metoxi-estireno	1153	1151	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.07±0.02	0.67±0.17	-
4-Etilfenol	1156	1153	-	2.28±1.38	1.41±0.77	-	-	-	-	-	-	8.41±2.07	2.19±0.53	6.70±0.13
Isoborneol	1162	1157	-	-	0.41±0.32	-	-	0.27±0.19	-	-	-	0.78±0.73	0.83±0.18	0.38±0.15
Borneol	1165	1165	2.94±0.02	0.81±0.65	0.32±0.19	-	-	-	-	-	-	-	-	-
Naftaleno	1184	1179	-	-	-	2.72±2.69	1.96±1.06		-	1.33±0.30	-	-	-	-
2-Metilisoborneol	1186	1180	-	-	0.14±0.07	-	-	-	-	-	-	1.11±0.19	-	-
Decan-3-ona	1192	1195	-	-	-	1.06±0.52	-	-	-	-	-	-	-	-
Decanal	1211	1209	-	-	-	-	-	-	-	2.29±0.90	-	-	-	-
NI	1218	-	-	-	-	1.60±1.34	0.88±0.04	0.69±0.44	-	-	-	-	-	-
4-Etillguaiacol	1282	1282	-	-	-	-	-	-	-	-	-	37.05±5.69	7.93±5.10	30.60±3.77
NI	1290	1288	-	-	-	-	-	-	-	-	4.12±2.26	-	-	-
(5Z,7E)-dodeca-1,5,7-trieno	1294	-	-	-	-	6.36±1.56	4.84±0.37	3.09±2.11	-	3.54±0.79	4.47±1.52	-	-	-
(5E)-Dodec-5-en-7-ino	1296	-	-	0.72±0.13	-	3.99±0.59	6.49±0.56	5.16±3.52	-	4.79±0.14	-	-	-	-
(5Z)-Dodec-5-en-7-ino	1306	-	-	1.54±0.93	2.29±1.20	22.01±16.2	25.68±1.87	12.40±3.78	-	18.04±6.37	12.18±1.99	-	-	-
NI	1315	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.97±0.40	1.94±1.03
4-Etil-1,2-dimetoxibenzeno	1328	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	6.33±2.96	25.41±5.56	10.49±2.12
Triacetina	1356	1350	-	-	-	-	-	-	1.99±1.13	-	-	-	-	-
Eugenol	1372	1370	-	-	0.52±0.37	-	-	-	-	-	-	1.26±1.12	1.74±0.30	-
Decanoato de etila	1399	1397	-	1.00±0.76	0.70±0.58	-	-	-	-	-	-	5.86±1.65	-	3.45±0.48
b-Cariofileno	1424	1423	-	-	0.18±0.04	-	-	-	-	3.52±0.52	1.01±1.19	0.83±0.19	1.50±0.42	0.81±0.29
NI	1453	-	-	-	-	-	0.68±0.67	-	-	-	-	-	-	-
NI	1455	-	-	-	-	-	-	-	-	-	2.37±0.37	0.22±0.17	-	-
(E)-Geranilacetona	1458	1452	-	2.78±0.52	3.50±0.43	1.57±1.13	0.68±0.28	0.73±0.55	3.97±3.20	2.32±0.33	-	0.23±0.00	0.20±0.11	-
g-Muuroleno	1492	1488	40.78±1.84	26.24±5.76	27.04±0.00	22.43±7.26	13.12±1.44	15.60±3.38	35.88±9.82	11.19±1.54	14.65±6.31	11.35±2.55	4.48±1.97	8.38±4.29
b-Selineno	1495	1490	-	-	0.59±0.41	-	-	-	-	-	-	0.74±0.33	0.08±0.07	1.67±0.81
Valenceno	1497	1496	1.56±0.77	0.90±0.37	0.08±0.00	1.30±0.32	-	-	-	-	-	-	-	-
a-Muuroleno	1505	1498	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.03±0.01	-
Epizonareno	1506	1500	-	-	0.14±0.12	-	-	-	-	-	-	-	-	-
	1514	1513	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	0.23±0.02	-
(Z)-Nerolidol	1570	1563	-	0.79±0.67	1.32±0.15	-	1.00±0.34	1.15±1.08	-	-	-	-	-	-
Acetato de cis-nerolidol	1629	1632	5.15±2.97	9.46±2.05	5.52±3.15	7.18±2.48	3.35±0.11	5.05±2.30	21.34±5.96	34.95±0.54	25.08±10.4	2.78±0.63	1.08±0.00	1.94±0.58
NI	1689	-	-	-	-	-	-	-	-	-	2.38±1.84	-	-	-
Hexadecanoato de etila	1999	1992	-	8.58±1.81	5.13±2.79	2.54±1.15	3.68±0.56	4.86±19.95	2.83±1.80	5.99±1.11	5.05±2.77	1.51±0.97	1.82±1.23	5.28±1.59
Linoleato de etila	2169	2163	-	3.90±1.47	2.74±1.06	2.08±1.61	2.02±0.32	2.44±1.28	-	-	-	0.80±0.55	1.17±0.79	3.88±1.11
Oleato de etila	2174	2169	-	1.82±0.49	-	0.42±0.14	-	1.29±1.08	-	-	-	1.23±0.15	1.30±1.00	3.66±1.00
Total (%)			99.5±0.70	99.65±0.56	99.05±1.30	99.55±0.70	99.15±0.31	99.03±1.05	99.98±0.01	99.96±0.04	98.89±1.40	99.65±0.35	91.74±1.89	96.11±3.90

• IR1 - Índices de retenção calculados; IR2 - Índices de retenção da literatura12,13; NI - Não identificado; PDB: Meio batata dextrose; PEP: Meio peptona; PDA: Meio batata dextrose; Meio arroz.

Os únicos compostos produzidos por A. rigidiuscula nos quatro meios de cultura e nos três períodos de incubação foram o 3-metilbutan-1-ol, 2-metilbutan-1-ol, γ-muuroleno e acetato de nerolidol. Embora em alguns casos esses compostos tenham sido detectados em pequenas quantidades, a prevalência em todas as condições credenciam este grupo de COVs como possíveis marcadores para este fungo. Dentre estes compostos, o γ-muuroleno foi o majoritário e produzido, principalmente, no meio BD com teores significativos (40,78%; 26,24% e 27,04%) para 7, 14 e 21 dias de incubação, respectivamente.

Alguns compostos foram específicos para um determinado meio de cultura. O octano, acetato de 3-metilbutan-1-ol, acetato de 2-metilbutan-1-ol, octan-3-ona, eucaliptol, acetato de octan-3-ol e α-muuroleno foram produzidos pelo fungo apenas em arroz. O composto decan-3-ona foi específico para o meio BD. Já os compostos etilbenzeno, 1,2,4-trimetilbenzeno, decanal e triacetina foram específicos para o meio de cultivo BDA. De acordo com a literatura, compostos microbianos podem ser produzidos de forma exclusiva por determinados microrganismos em condições controladas.^9,17

Comparação dos compostos identificados em A. rigidiuscula com banco de dados de compostos voláteis microbianos¹⁸ revelou que apenas dezesseis deles foram anteriormente descritos como compostos voláteis de fungos (3-metilbutan-1-ol, 2-metilbutan-1-ol, octano, etilbenzeno, acetato de 3-metilbutan-1-ol, acetato de 2-metilbutan-1-ol, 1,2,4-trimetilbenzeno, feniletanol, naftaleno, decanal, (E)-geranilacetona, γ-muuroleno, β-selineno, valenceno, epizonareno, α-muuroleno). Compostos como borneol, 2-metilisoborneol, decan-3-ona, isoborneol, 4-etilguaiacol, decanoato de etila e β-cariofileno foram relatados como COVs de origem bacteriana. Já a maior parte dos compostos identificados (21, ca. 48%) estão sendo relatados pela primeira vez como COVs fúngicos.

A análise de componentes principais (PCA) e a análise de agrupamento hierárquico (HCA), utilizando o programa R,¹⁰ foram empregadas como técnicas estatísticas multivariadas para explicar as diferenças entre conjuntos das doze amostras (condições de cultivo), sendo quatro meios de cultivo e três períodos de incubação do fungo A. rigidiuscula. Os dados submetidos à analise multivariada correspondem aos resultados cromatográficos (CG-EM) da média calculada das injeções em triplicata dos VOCs extraídos por HS-SPME. Para analisar e comparar os perfis de voláteis, todos os compostos identificados foram considerados.

De acordo com a análise de PCA (Figura 3), a partir dos perfis de voláteis foi possível distinguir quase todas as condições de cultivo, que explica em dois componentes principais 42,27% da variância total. A PCA só se mostrou ambígua na discriminação dos perfis voláteis do fungo cultivado em BD e BDA no período de sete dias. O dendrograma da análise de HCA (Figura 4) permite identificar um padrão de similaridade nos perfís de voláteis, conforme o meio de cultivo. Contudo, para os meios BD e BDA em sete dias de incubação essa distinção não se mostra satisfatória.

Figura 3
PCA dos escores de 44 variáveis de doze amostras obtidas por HS-SPME e CG-EM do fungo A. rigidiuscula em diferentes condições de cultivo

Figura 4
Dendrograma de HCA de doze amostras obtidas por HS-SPME e CG-EM do fungo A. rigidiuscula em diferentes condições de cultivo

CONCLUSÃO

O perfil de compostos orgânicos voláteis de uma cepa do fungo A. rigidiuscula, em diferentes meios de cultivo e em diferentes períodos de incubação, foi investigada pela primeira vez, e quarenta e quatro compostos foram identificados. A utilização da PCA e HCA permitiu a discriminação dos perfis químicos de voláteis de acordo com o meio de cultivo, principalmente para os meios Batata-Dextrose e Arroz. A maior produção de COVs ocorreu no meio sólido Arroz com 14 dias de incubação. Alguns compostos foram identificados em todas as condições de cultivo. Dentre estes, o γ-muuroleno, que é produzido majoritariamente no meio BD e apresenta potencial para ser utilizado como marcador químico volátil para o fungo A. rigidiuscula.

MATERIAL SUPLEMENTAR

Figuras 1S-50S com espectros de massa dos COVs obtidos por CG-EM estão disponíveis em http://quimicanova.sbq.org.br, em arquivo pdf, com livre acesso.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem às agências brasileiras CNPq (484130/2012-9 e 405001/2013-4) e FUNCAP (004.01.00/10) pelo apoio financeiro, à Profa. Dra. Terezinha F. de Oliveira (Faculdade de Estatística, UFPA) pelas discussões da análise multivariada e à CAPES pela bolsa de Francisco C. de Oliveira.

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  Set 2017

Histórico

• Recebido
  15 Dez 2016
• Aceito
  10 Abr 2017